Acte en vigueur, consolidée au 13/03/2023.
Version consolidée au 13/03/2023 (consolidation EUR-Lex 02000R2870-20230313, la plus récente en français ; acte d'origine du 19/12/2000).
(1) L'article 4, paragraphe 8, du règlement (CEE) n° 1576/89 prévoit l'adoption des méthodes à utiliser pour l'analyse des boissons spiritueuses. Lors de tout contrôle officiel et en cas de litige, il convient d'appliquer des méthodes de référence afin d'assurer le respect des dispositions du règlement (CEE) n° 1576/89 et du règlement (CEE) n° 1014/90 de la Commission du 24 avril 1990 portant modalités d'application pour la définition, la désignation et la présentation des boissons spiritueuses(2), modifié en dernier lieu par le règlement (CE) n° 2140/98(3).
(2) Il serait opportun, dans la mesure du possible, de retenir et de décrire comme méthodes d'analyse communautaires de référence, les méthodes généralement reconnues.
(3) Afin de tenir compte des progrès scientifiques et des différences d'équipement des laboratoires officiels, il convient de permettre, sous la responsabilité du chef de laboratoire concerné, l'application de méthodes d'analyse fondées sur d'autres principes de mesure que les méthodes de référence décrites à l'annexe du présent règlement, lorsque ces méthodes offrent des garanties suffisantes quant aux résultats et répondent en particulier aux critères établis à l'annexe de la directive 85/591/CEE du Conseil du 20 décembre 1985 concernant l'introduction de modes de prélèvement d'échantillons et de méthodes d'analyse communautaires pour le contrôle des denrées destinées à l'alimentation humaine(4) et pour autant qu'il puisse être démontré que l'exactitude, la répétabilité et la reproductibilité des résultats obtenus se situent dans les limites des résultats obtenus par les méthodes de référence décrites dans le présent règlement. Lorsque cette condition est respectée, il y a lieu de permettre l'application d'autres méthodes d'analyse. Il importe cependant de préciser que, en cas de litige, ces méthodes ne peuvent remplacer les méthodes de référence.
(4) Les mesures prévues par le présent règlement sont conformes à l'avis du comité d'application des boissons spiritueuses, A ARRÊTÉ LE PRÉSENT RÈGLEMENT:
Les méthodes d'analyse communautaires de référence applicables dans le secteur des boissons spiritueuses, afin d'assurer le respect des dispositions du règlement (CEE) no 1576/89 et du règlement (CEE) no 1014/90:
— lors de tout contrôle officiel ou
— lors de tout litige,
sont celles énoncées à l'annexe du présent règlement.
1. Le présent règlement s’applique à l’alcool éthylique d’origine agricole tel que défini à l’article 5 du règlement (UE) 2019/787 du Parlement européen et du Conseil.
2. Les méthodes d’analyse de référence de l’Union pour l’alcool éthylique d’origine agricole sont celles figurant à l’annexe du présent règlement.
3. Aux fins du présent règlement, l’alcool éthylique d’origine agricole est considéré comme un distillat dont le titre alcoométrique volumique est mesuré directement comme indiqué à l’appendice II du chapitre I de l’annexe.
Toutefois, lorsque l’échantillon d’alcool n’est pas clair ou que des particules en suspension sont visibles, l’échantillon doit être distillé.
4. Pour la détermination des substances volatiles, l’étalonnage avec la solution étalon C préparée dans de l’éthanol absolu est nécessaire pour obtenir une matrice appropriée correspondant à la fois aux échantillons et aux solutions étalon détaillés au chapitre III.2 de l’annexe.
5. Pour la détermination du furfural, comme indiqué au chapitre X de l’annexe, l’alcool éthylique d’origine agricole est dilué par deux, par addition d’eau, afin de doubler son volume initial et d’atteindre un titre alcoométrique volumique compatible avec les solutions d’étalonnage. Les résultats de l’analyse du furfural sont convertis en grammes par hectolitre d’alcool à 100 % vol. selon l’équation “concentration du furfural en grammes par hectolitre d’alcool à 100 % vol. = concentration du furfural en mg/l × 10/titre alcoométrique volumique (% vol.)”, dans laquelle le titre alcoométrique volumique (% vol.) est le titre alcoométrique de l’échantillon mesuré tel que déterminé au chapitre I de l’annexe.
6. Pour la détermination de la teneur en 14C dans l’éthanol, la méthode figurant au chapitre XI de l’annexe est utilisée.
Par dérogation à l'article 1er, premier tiret, l'application d'autres méthodes d'analyse est admise, sous la responsabilité du directeur de laboratoire, à condition que l'exactitude et la précision (répétabilité et reproductibilité) de ces méthodes soient au moins équivalentes à celles des méthodes d'analyse de référence correspondantes, figurant à l'annexe.
Lorsque des méthodes d'analyse communautaires de référence ne sont pas prévues pour la détection et la quantification des substances contenues dans une boisson spiritueuse donnée, les méthodes d'analyse suivantes sont applicables:
a) méthodes d'analyse validées conformément à des procédures internationalement reconnues et répondant en particulier aux critères établis à l'annexe de la directive 85/591/CEE;
b) méthodes d'analyse conformes aux normes recommandées par l'Organisation internationale de normalisation (ISO);
c) méthodes d'analyse reconnues et publiées par l'assemblée générale de l'Office international de la vigne et du vin (OIV);
d) lorsque les méthodes visées aux points a), b) et c) ne peuvent pas être appliquées et au vu de son exactitude, de sa répétabilité et de sa reproductibilité:
— toute méthode d'analyse agréée par l'État membre concerné,
— le cas échéant, toute autre méthode d'analyse appropriée.
Aux fins du présent règlement, on entend par:
a) «limite de répétabilité»: la valeur au-dessous de laquelle ou à laquelle est située, avec une probabilité de 95 %, la valeur absolue de la différence entre deux résultats d'essais obtenus sous des conditions de répétabilité (même opérateur, même appareil, même laboratoire et court intervalle de temps) {ISO 3534-1};
b) «limite de reproductibilité»: la valeur au-dessous de laquelle ou à laquelle est située, avec une probabilité de 95 %, la valeur absolue de la différence entre deux résultats d'essais obtenus sous des conditions de reproductibilité (opérateurs, appareils et laboratoires différents) {ISO 3534-1};
c) «exactitude»: l'étroitesse de l'accord entre le résultat d'essai et la valeur de référence acceptée {ISO 3534-1}.
Le présent règlement entre en vigueur le septième jour suivant celui de sa publication au Journal officiel des Communautés européennes.
Il est applicable à partir du 1er janvier 2001.
ANNEXE
I. DÉTERMINATION DU TITRE ALCOOMÉTRIQUE VOLUMIQUE DES BOISSONS SPIRITUEUSES
Introduction
La méthode de référence fait l'objet de deux appendices.
Appendice I —Préparation du distillat
Appendice II —Mesure de la masse volumique du distillat
1. Champ d'application
La méthode convient pour la détermination du titre alcoométrique volumique réel des boissons spiritueuses.
2. Références normatives
ISO 3696:1987: Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécification et méthodes d'essai.
3. Termes et définitions
3. 1. Température de référence
La température de référence pour la détermination du titre alcoométrique volumique, de la masse volumique et de la densité relative des boissons spiritueuses est de 20 °C.
Remarque 1:
On réservera l'expression «à t °C» aux déterminations (de la masse volumique ou du titre alcoométrique volumique) exprimées à une température autre que la température de référence de 20 °C.
3. 2. Masse volumique
La masse volumique est le quotient de la masse d'un certain volume de boisson spiritueuse à 20 °C par ce volume dans le vide. Elle s'exprime en kilogrammes par mètre cube et son symbole est ρ20 °C ou ρ20.
3. 3. Densité relative
La densité relative est le rapport, exprimé en nombre décimal, de la masse volumique des boissons spiritueuses à 20 °C à la masse volumique de l'eau à la même température. Elle est désignée par le symbole d20 °C/20 °C ou d20/20, ou simplement d lorsqu'aucune confusion n'est possible. La caractéristique mesurée doit être précisée dans le certificat d'analyse exclusivement à l'aide des symboles définis ci-dessus.
Remarque 2:
Il est possible d'obtenir la densité relative à partir de la masse volumique ρ20 à 20 °C:ρ20998,203d 2020 ou
d2020ρ20998,203
, où 998,203 est la masse volumique de l'eau à 20 °C.
3. 4. Titre alcoométrique volumique réel
Le titre alcoométrique volumique réel des boissons spiritueuses est égal au nombre de litres d'alcool éthylique contenu dans 100 litres de mélange hydroalcoolique ayant la même masse volumique que la boisson spiritueuse après distillation. Les valeurs de référence à utiliser pour le titre alcoométrique volumique ( % vol.) à 20 °C en fonction de la masse volumique à 20 °C des mélanges hydroalcooliques sont celles qui figurent dans la table internationale adoptée par l'Organisation internationale de métrologie légale dans sa recommandation no 22.
L'équation générale reliant le titre alcoométrique volumique et la masse volumique des mélanges hydroalcooliques à une température donnée est indiquée au chapitre 3 «Titre alcoométrique volumique», page 40, de l'annexe du règlement (CEE) no 2676/90 (JO L 272 du 3.10.1990, p. 1) et dans le recueil des méthodes d'analyse de l'OIV (1994) (p. 17).
Remarque 3:
Dans le cas des liqueurs et des crèmes, pour lesquelles il est très difficile de mesurer un volume exact, l'échantillon doit être pesé et l'on calcule d'abord le titre alcoométrique massique.
Formule de conversion:
où
TAMtitre alcoométrique massique,
ρ20 (alcool)789,24 kg/m3
4. Principe
Après distillation, le titre alcoométrique volumique du distillat est déterminé par pycnométrie, par densimétrie électronique ou par densimétrie sur balance hydrostatique.
APPENDICE I: PRÉPARATION DU DISTILLAT
1. Champ d'application
La méthode convient pour la préparation des distillats utilisés pour déterminer le titre alcoométrique volumique réel des boissons spiritueuses.
2. Principe
Les boissons spiritueuses sont distillées pour séparer les «matières extractives» (substances ne distillant pas) de l'alcool éthylique et autres composés volatils.
3. Réactifs et matériaux
3. 1. Billes antiprojection.
3. 2. Agent antimousse sous forme concentrée (pour les crèmes).
4. Appareillage et matériel
Appareillage courant de laboratoire, et notamment:
4. 1. Bain-marie pouvant être maintenu entre 10 et 15 °C.
Bain-marie pouvant être maintenu à 20 °C (± 0,2 °C).
4. 2. Fioles jaugées (100 et 200 ml) de classe A, vérifiées à ± 0,1 et 0,15 % respectivement.
4. 3. Appareil de distillation
4. 3.1.
Prescriptions générales
L'appareil de distillation à utiliser doit respecter les caractéristiques suivantes:
— un nombre de connexions limité au strict nécessaire assurant l'étanchéité du système,
— un dispositif destiné à empêcher le primage (entraînement du liquide à ébullition par la vapeur) et à régulariser le débit de distillation des vapeurs de richesse alcoolique élevée,
— la condensation rapide et totale des vapeurs alcooliques,
— la réception des premières fractions du distillat en milieu aqueux.
La source de chaleur doit mettre en œuvre un dispositif approprié de diffusion de la chaleur afin d'éviter toute pyrogénation des matières extractives.
4. 3.2. La figure 1 montre, à titre d'exemple, un appareil de distillation approprié, qui comprend:
— un ballon d'un litre de capacité, équipé d'un rodage normalisé,
— une colonne rectificatrice d'une hauteur minimale de 20 cm (colonne de Vigreux par exemple),
— un tube de connexion coudé pourvu, dans sa partie droite, d'un réfrigérant à bords droits (dit «de West») d'une longueur de 10 cm environ,
— un réfrigérant à serpentin de 40 cm de long,
— un tube effilé permettant de conduire le distillat au fond d'une fiole jaugée réceptrice contenant un faible volume d'eau.
Remarque:
L'appareil décrit ci-dessus est prévu pour un échantillon d'au moins 200 ml. Il est toutefois possible de distiller un échantillon de taille plus petite en ayant recours à un ballon plus petit, à condition d'utiliser une boule à distiller ou tout autre dispositif permettant d'éviter l'entraînement du liquide.
5. Conservation des échantillons pour essai
Les échantillons sont stockés à température ambiante avant l'analyse.
6. Mode opératoire
Remarque préalable
La distillation peut également être effectuée conformément au mode opératoire publié par l'IUPAC (1968).
6. 1.
Contrôle de l'appareil de distillation
L'appareil utilisé doit répondre aux exigences suivantes:
La distillation d'une solution hydroalcoolique de 200 ml dont la concentration est connue et voisine de 50 % vol. ne doit pas produire de perte d'alcool supérieure à 0,1 % vol.
6. 2.
Boissons spiritueuses dont le titre alcoométrique est inférieur à 50 % vol.
Prélever à l'aide d'une fiole jaugée 200 ml de boisson spiritueuse.
Noter la température du liquide ou maintenir la température normale (20 °C).
Verser l'échantillon dans le ballon de l'appareil de distillation et rincer la fiole jaugée avec trois volumes d'eau distillée d'environ 20 ml chacun. Ajouter chaque volume d'eau de rinçage au contenu du ballon de distillation.
Remarque:
Cette dilution de 60 ml est suffisante dans le cas des boissons spiritueuses contenant moins de 250 g d'extrait sec par litre. Sinon, pour éviter les pyrolyses, il faut que le volume des liquides de rinçage soit au moins de 70 ml si l'extrait sec est de 300 g/l, 85 ml pour un extrait sec de 400 g/l et 100 ml pour un extrait sec de 500 g/l (certaines liqueurs ou crèmes de fruits). Ajuster ces volumes proportionnellement en fonction des différents échantillons.
Ajouter quelques billes antiprojection (3.1) (et de l'agent antimousse pour les crèmes).
Verser 20 ml d'eau distillée dans la fiole jaugée d'origine de 200 ml, qui sera utilisée pour recueillir le distillat. Cette fiole doit ensuite être placée dans un bain d'eau froide (4.1) (10 à 15 °C pour les boissons spiritueuses anisées).
Distiller (éviter tout phénomène d'entraînement ou de carbonisation) en agitant de temps en temps le contenu de la fiole jusqu'à ce que le distillat atteigne un niveau situé à quelques millimètres au-dessous du trait de repère de la fiole jaugée.
Une fois la température du distillat ramenée au niveau initial à plus ou moins 0,5 °C près, porter jusqu'au trait de repère à l'aide d'eau distillée et bien mélanger.
Le distillat est utilisé pour déterminer le titre alcoométrique volumique (appendice II).
6. 3.
Boissons spiritueuses dont le titre alcoométrique est supérieur à 50 % vol.
Prélever 100 ml de boisson spiritueuse à l'aide d'une fiole jaugée de 100 ml et verser le liquide dans le ballon de l'appareil de distillation.
Rincer la fiole jaugée à plusieurs reprises avec de l'eau distillée et ajouter les liquides de rinçage au contenu du ballon à distiller. Utiliser suffisamment d'eau pour que le contenu de ce ballon atteigne environ 230 ml.
Verser 20 ml d'eau distillée dans une fiole jaugée de 200 ml, qui sera utilisée pour recueillir le distillat. Cette fiole doit ensuite être placée dans un bain d'eau froide (4.1) (10 à 15 °C pour les boissons spiritueuses anisées).
Distiller en agitant de temps en temps jusqu'à ce que le distillat atteigne un niveau situé à quelques millimètres au-dessous du trait de repère de la fiole jaugée de 200 ml.
Une fois la température du distillat ramenée au niveau initial à plus ou moins 0,5 °C près, porter jusqu'au trait de repère à l'aide d'eau distillée et bien mélanger.
Le distillat est utilisé pour déterminer le titre alcoométrique volumique (appendice II).
Remarque:
Le titre alcoométrique volumique de la boisson spiritueuse est deux fois supérieur à celui du distillat.
APPENDICE II: MESURE DE LA MASSE VOLUMIQUE DU DISTILLAT
MÉTHODE A: DÉTERMINATION DU TITRE ALCOOMÉTRIQUE VOLUMIQUE RÉEL DES BOISSONS SPIRITUEUSES PAR PYCNOMÉTRIE
A.1. Principe
Le titre alcoométrique volumique est obtenu à partir de la masse volumique du distillat mesurée par pycnométrie.
A.2. Réactifs et matériaux
Au cours de l'analyse, sauf indication contraire, n'utiliser que des réactifs de qualité analytique reconnue et de l'eau de classe 3 au minimum, répondant à la définition de la norme ISO 3696:1987.
A.2.1.
Solution de chlorure de sodium (2 % p/v)
Pour préparer 1 litre, peser 20 g de chlorure de sodium et dissoudre au volume avec de l'eau.
A.3. Appareillage et matériel
Appareillage courant de laboratoire, et notamment:
A.3.1. Balance analytique d'une sensibilité de 0,1 mg.
A.3.2. Thermomètre à rodage émeri gradué par dixième de degré de 10 à 30 °C. Ce thermomètre doit être certifié ou vérifié avec un thermomètre certifié.
A.3.3. Pycnomètre en verre Pyrex de 100 ml de capacité environ, pourvu d'un thermomètre mobile à rodage émeri (A.3.2). Il comporte un tube latéral de 25 mm de long et de 1 mm au plus de diamètre intérieur, terminé par une partie conique rodée. D'autres pycnomètres décrits dans la norme ISO 3507, de 50 ml par exemple, peuvent être utilisés le cas échéant.
A.3.4. Flacon tare de même volume extérieur (à moins de 1 ml près) que le pycnomètre et de masse égale à celle du pycnomètre plein d'un liquide d'une densité de 1,01 (solution de chlorure de sodium A.2.1).
A.3.5. Enceinte calorifugée s'adaptant exactement au corps du pycnomètre.
Remarque 1:
La méthode de détermination de la masse volumique dans le vide des boissons spiritueuses requiert l'utilisation d'une balance à deux plateaux, d'un pycnomètre et d'un flacon tare de même volume extérieur pour annuler l'effet de la poussée de l'air à tout moment donné. Cette technique simple peut être appliquée au moyen d'une balance monoplateau, moyennant la pesée supplémentaire du flacon tare pour suivre les variations de la poussée de l'air dans le temps.
A.4. Mode opératoire
Remarques préalables
Le mode opératoire suivant est décrit pour l'utilisation d'un pycnomètre de 100 ml en vue de déterminer le titre alcoométrique, ce qui donne la meilleure précision. Il est toutefois possible d'utiliser un pycnomètre de volume inférieur, 50 ml par exemple.
A.4.1. Étalonnage du pycnomètre
L'étalonnage du pycnomètre comporte la détermination des caractéristiques suivantes:
— tare à vide,
— volume à 20 °C,
— masse en eau à 20 °C.
A.4.1.1.
Étalonnage à l'aide d'une balance monoplateau
Déterminer:
— la masse du pycnomètre propre et sec (P),
— la masse du pycnomètre plein d'eau à t °C (P1),
— la masse du flacon tare (T0).
A.4.1.1.1.
Peser le pycnomètre propre et sec (P).
A.4.1.1.2.
Remplir avec soin le pycnomètre d'eau distillée à température ambiante et mettre en place le thermomètre.
Essuyer soigneusement le pycnomètre et le placer dans l'enceinte calorifugée. Agiter par retournement jusqu'à ce que la température lue sur le thermomètre soit constante.
Affleurer exactement au bord supérieur du tube latéral. Lire soigneusement la température t °C et la corriger le cas échéant de l'inexactitude de l'échelle du thermomètre.
Peser le pycnomètre plein d'eau (P1).
A.4.1.1.3.
Peser le flacon tare (T0).
A.4.1.1.4. Calcul
— Tare du pycnomètre vide = P – m
où m est la masse de l'air contenu dans le pycnomètre.
m = 0,0012 × (P1 – P)
Remarque 2:
0,0012 est la masse volumique de l'air sec à 20 °C sous une pression de 760 mm de Hg.
— Volume du pycnomètre à 20 °C
où Ft est le facteur relevé pour la température t °C dans la table I du chapitre 1 «Masse volumique et densité relative» de l'annexe du règlement (CEE) no 2676/90 (p. 10).
V20 °C doit être connu à 0,001 ml près.
— Masse de l'eau contenue dans le pycnomètre à 20 °CM20 oCV20 oC0,998203 où 0,998203 est la masse volumique de l'eau à 20 °C.
Remarque 3:
Si nécessaire, la valeur de la masse volumique dans l'air (0,99715) peut être utilisée et le titre alcoométrique calculé en référence à la densité dans l'air correspondante dans les tables du service des douanes et accises du Royaume-Uni.
A.4.1.2.
Étalonnage à l'aide d'une balance à deux plateaux
A.4.1.2.1. Placer le flacon tare sur le plateau gauche de la balance et le pycnomètre propre et sec, muni de son bouchon récepteur, sur le plateau droit. Réaliser l'équilibre en plaçant à côté du pycnomètre des masses marquées, soit p grammes.
A.4.1.2.2. Remplir avec soin le pycnomètre d'eau distillée à température ambiante et mettre en place le thermomètre; essuyer soigneusement le pycnomètre et le placer dans l'enceinte calorifugée; agiter par retournement jusqu'à ce que la température lue sur le thermomètre soit constante.
Affleurer exactement au bord supérieur du tube latéral. Nettoyer le tube latéral, placer le bouchon récepteur; lire la température t °C avec soin et, le cas échéant, corriger le résultat de l'inexactitude de l'échelle du thermomètre.
Peser le pycnomètre plein d'eau, soit p′ la masse en grammes qui réalise l'équilibre.
A.4.1.2.3.
Calcul
— Tare du pycnomètre vide = p + m
où m est la masse de l'air contenu dans le pycnomètre.
m = 0,0012 × (p – p′)
— Volume du pycnomètre à 20 °C
où Ft est le facteur relevé pour la température t ° dans la table I du chapitre 1 «Masse volumique et densité relative» de l'annexe du règlement (CEE) no 2676/90 (p. 10).
V20 °C doit être connu à 0,001 ml près.
— Masse de l'eau contenue dans le pycnomètre à 20 °C
M20 °CV20 °C0,998203
où 0,998203 est la masse volumique de l'eau à 20 °C.
A.4.2. Détermination du titre alcoométrique de l'échantillon pour essai
A.4.2.1. Utilisation d'une balance monoplateau
A.4.2.1.1. Peser le flacon tare, soit T1 sa masse.
A.4.2.1.2. Peser le pycnomètre plein du distillat préparé (voir appendice I), soit P2 sa masse à t °C.
A.4.2.1.3.
Calcul
— dTT1T0
— Masse du pycnomètre vide au moment de la mesure
= P - m + dT
— Masse du liquide contenu dans le pycnomètre à t °C
= P2 - (P - m + dT)
— Masse volumique à t °C en g/ml
— —
Exprimer la masse volumique à t °C en kilogrammes par m3 en multipliant ρt °C par 1000, soit ρt cette valeur.
— Corriger ρt à l'aide de la table des masses volumiques ρT des mélanges hydroalcooliques [table II de l'annexe II du recueil des méthodes d'analyse de l'OIV (1994), p. 17 à 29].
Dans cette table, chercher sur la ligne horizontale correspondant à la température entière T immédiatement inférieure à t °C la plus petite masse volumique supérieure à ρt. Utiliser la différence tabulaire lue sous cette masse volumique pour calculer la masse volumique ρt de la boisson spiritueuse à cette température entière T.
— En utilisant la ligne de température entière, calculer la différence entre la masse volumique p′ de la table immédiatement supérieure à ρt et la masse volumique calculée ρt. Diviser cette différence par la différence tabulaire lue à droite de la masse volumique ρ′. Le quotient donne la partie décimale du titre alcoométrique, tandis que la partie entière de ce titre est indiquée au sommet de la colonne dans laquelle figure la masse volumique ρ′ (soit Dt ce titre alcoométrique).
Remarque 4:
il est également possible de conserver le pycnomètre dans un bain-marie d'eau à 20 °C (± 0,2 °C) pour porter jusqu'au trait de repère.
A.4.2.1.4.
Résultat
À l'aide de la masse volumique ρ20, calculer le titre alcoométrique volumique réel en utilisant les tables mentionnées ci-dessous.
La table indiquant la valeur du titre alcoométrique volumique ( % vol.) à 20 °C en fonction de la masse volumique à 20 °C des mélanges hydroalcooliques est la table internationale adoptée par l'Organisation internationale de métrologie légale dans sa recommandation no 22.
A.4.2.2. Utilisation d'une balance à deux plateaux
A.4.2.2.1. Peser le pycnomètre plein du distillat préparé (voir appendice I), soit p″ sa masse à t °C.
A.4.2.2.2.
Calcul
— Masse du liquide contenu dans le pycnomètre à t °C
= p + m – p″
— Masse volumique à t °C en g/ml
— Exprimer la masse volumique à t °C en kilogrammes par m3 et procéder à la correction de température afin de calculer le titre alcoométrique à 20 °C, en suivant les indications fournies pour l'utilisation de la balance monoplateau.
A.5. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
A.5.1. Résultats statistiques de l'essai interlaboratoire
Les données suivantes proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures établies au niveau international [1] [2].
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 20
| Nombre d'échantillons: | 6
Types d'échantillons:
ALiqueur de fruit; doubles avec une teneur différente (*).
BBrandy; doubles en aveugle.
CWhisky; doubles en aveugle.
DGrappa; doubles avec une teneur différente (*).
EAquavit; doubles avec une teneur différente (*).
FRhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E | F
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 19 | 20 | 17 | 19 | 19 | 17
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 1 | — | 2 | 1 | 1 | 3
| Nombre de résultats acceptés | 38 | 40 | 34 | 38 | 38 | 34
|
Valeur moyenne (
) % vol.
| 23,77 | 40,04 | 40,29 | 39,20 | 42,24 | 57,03
| 26,51 (*) | | | 42,93 (*) | 45,73 (*) | 63,03 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) % vol. | 0,106 | 0,176 | 0,072 | 0,103 | 0,171 | 0,190
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 0,42 | 0,44 | 0,18 | 0,25 | 0,39 | 0,32
| Limite de répétabilité (r) % vol. | 0,30 | 0,49 | 0,20 | 0,29 | 0,48 | 0,53
| Écart-type de reproductibilité (SR) % vol. | 0,131 | 0,236 | 0,154 | 0,233 | 0,238 | 0,322
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 0,52 | 0,59 | 0,38 | 0,57 | 0,54 | 0,53
| Limite de reproductibilité (R) % vol. | 0,37 | 0,66 | 0,43 | 0,65 | 0,67 | 0,90
MÉTHODE B: DÉTERMINATION DU TITRE ALCOOMÉTRIQUE VOLUMIQUE RÉEL DES BOISSONS SPIRITUEUSES PAR DENSIMÉTRIE ÉLECTRONIQUE (PRINCIPE DE LA MESURE DE LA FRÉQUENCE D'OSCILLATION DE LA CELLULE D'UN RÉSONATEUR DE FLEXION)
B.1. Principe
La masse volumique du liquide est déterminée par la mesure électronique des oscillations d'un tube en U vibrant. Pour réaliser cette mesure, l'échantillon est introduit dans un système oscillant dont la fréquence d'oscillation propre est ainsi modifiée par la masse ajoutée.
B.2. Réactifs et matériaux
Au cours de l'analyse, sauf indication contraire, n'utiliser que des réactifs de qualité analytique reconnue et de l'eau de classe 3 au minimum, répondant à la définition de la norme ISO 3696:1987.
B.2.1. Acétone (CAS 666-52-4) ou alcool absolu.
B.2.2. Air sec.
B.3. Appareillage et matériel
Appareillage courant de laboratoire, et notamment:
B.3.1.
Densimètre à affichage numérique
Les densimètres électroniques à utiliser pour réaliser ces mesures doivent pouvoir afficher la masse volumique en g/ml avec cinq décimales.
Remarque 1:
Le densimètre doit être placé sur un support parfaitement stable et isolé de toutes vibrations.
B.3.2.
Régulation de la température
Les performances du densimètre ne sont respectées qu'à la condition de raccorder la cellule de mesure à un dispositif intégré de régulation thermique permettant d'obtenir la même stabilité (± 0,02 °C) ou une meilleure stabilité de température.
Remarque 2:
L'ajustement précis et le contrôle de la température de la cellule de mesure sont des paramètres très importants, car une erreur de 0,1 °C peut entraîner une variation de masse volumique de l'ordre de 0,1 kg/m3.
B.3.3. Seringues d'injection d'échantillons ou échantillonneur automatique.
B.4. Mode opératoire
B.4.1.
Étalonnage du densimètre
L'appareil doit être étalonné conformément aux instructions du fabricant lors de la mise en service initiale. Il devra être réétalonné régulièrement et contrôlé à l'appui d'un étalon de référence certifié ou d'une solution de référence interne au laoratoire raccordée à un étalon de référence certifié.
B.4.2.
Détermination de la masse volumique de l'échantillon
B.4.2.1. Avant de procéder à la mesure, si nécessaire, nettoyer et sécher la cellule à l'acétone ou à l'alcool absolu et à l'air sec. Rincer la cellule avec l'échantillon.
B.4.2.2. Injecter l'échantillon dans la cellule (à l'aide d'une seringue ou d'un échantillonneur automatique) de sorte que celle-ci soit remplie entièrement. Lors du remplissage, veiller à l'élimination complète des bulles d'air. L'échantillon doit être homogène et ne contenir aucune particule solide. Le cas échéant, éliminer toute matière en suspension par filtration avant l'analyse.
B.4.2.3. Une fois la lecture stabilisée, enregistrer la masse volumique ρ20 ou le titre alcoométrique affiché par le densimètre.
B.4.3.
Résultat
Lorsque la masse volumique ρ20 est utilisée, calculer le titre alcoométrique volumique réel en utilisant les tables mentionnées ci-dessous.
La table indiquant la valeur du titre alcoométrique volumique ( % vol.) à 20 °C en fonction de la masse volumique à 20 °C des mélanges hydroalcooliques est la table internationale adoptée par l'Organisation internationale de métrologie légale dans sa recommandation no 22.
B.5. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
B.5.1. Résultats statistiques de l'essai interlaboratoire
Les données suivantes proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures établies au niveau international [1] [2].
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 16
| Nombre d'échantillons: | 6
Types d'échantillons:
ALiqueur de fruit; doubles avec une teneur différente (*).
BBrandy; doubles en aveugle.
CWhisky; doubles en aveugle.
DGrappa; doubles avec une teneur différente (*).
EAquavit; doubles avec une teneur différente (*).
FRhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E | F
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 11 | 13 | 15 | 16 | 14 | 13
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 2 | 3 | 1 | — | 1 | 2
| Nombre de résultats acceptés | 22 | 26 | 30 | 32 | 28 | 26
|
Valeur moyenne (
) % vol.
| 23,81 | 40,12 | 40,35 | 39,27 | 42,39 | 56,99
| 26,52 (*) | | | 43,10 (*) | 45,91 (*) | 63,31 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) % vol. | 0,044 | 0,046 | 0,027 | 0,079 | 0,172 | 0,144
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 0,17 | 0,12 | 0,07 | 0,19 | 0,39 | 0,24
| Limite de répétabilité (r) % vol. | 0,12 | 0,13 | 0,08 | 0,22 | 0,48 | 0,40
| Écart-type de reproductibilité (SR) % vol. | 0,054 | 0,069 | 0,083 | 0,141 | 0,197 | 0,205
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 0,21 | 0,17 | 0,21 | 0,34 | 0,45 | 0,34
| Limite de reproductibilité (R) % vol. | 0,15 | 0,19 | 0,23 | 0,40 | 0,55 | 0,58
MÉTHODE C: DÉTERMINATION DU TITRE ALCOOMÉTRIQUE VOLUMIQUE RÉEL DES BOISSONS SPIRITUEUSES PAR DENSIMÉTRIE SUR BALANCE HYDROSTATIQUE
C.1. Principe
Le titre alcoométrique des boissons spiritueuses peut être mesuré par densimétrie sur balance hydrostatique suivant le principe d'Archimède selon lequel tout corps plongé dans un fluide subit une poussée verticale, dirigée de bas en haut, égale au poids du fluide déplacé.
C.2. Réactifs et matériaux
Au cours de l'analyse, sauf indication contraire, n'utiliser que des réactifs de qualité analytique reconnue et de l'eau de classe 3 au minimum, répondant à la définition de la norme ISO 3696:1987.
C.2.1. Solution de lavage du flotteur (hydroxyde de sodium, 30 % p/v)
Pour préparer une solution de 100 ml, peser 30 g d'hydroxyde de sodium et porter au volume à l'aide d'éthanol à 96 % en volume.
C.3. Appareillage et matériel
Appareillage courant de laboratoire, et notamment:
C.3.1. Balance hydrostatique monoplateau d'une sensibilité de 1 mg.
C.3.2. Flotteur d'un volume d'au moins 20 ml, spécialement adapté à la balance, suspendu par un fil d'un diamètre inférieur ou égal à 0,1 mm.
C.3.3. Éprouvette cylindrique comportant un repère de niveau. Le flotteur doit pouvoir occuper entièrement le volume de l'éprouvette situé au-dessous du repère; la surface du liquide ne peut être traversée que par le fil de suspension. L'éprouvette cylindrique doit avoir un diamètre intérieur supérieur d'au moins 6 mm à celui du flotteur.
C.3.4. Thermomètre (ou sonde de mesure de la température) gradué en degrés et dixièmes de degré, de 10 à 40 °C, étalonné à 0,05 °C près.
C.3.5. Poids étalonnés par un organisme de certification reconnu.
Remarque 1:
L'utilisation d'une balance à deux plateaux est également possible; le principe en est décrit au chapitre 1 «Masse volumique et densité relative» de l'annexe du règlement (CEE) no 2676/90 (p. 7).
C.4. Mode opératoire
Entre chaque mesure, le flotteur et l'éprouvette doivent être nettoyés à l'eau distillée, essuyés avec un papier de laboratoire doux ne perdant pas ses fibres et rincés avec la solution dont la masse volumique est à déterminer. Les mesures doivent être effectuées dès que l'appareil a atteint sa stabilité afin de limiter les pertes d'alcool par évaporation.
C.4.1.
Étalonnage de la balance
Bien que les balances soient généralement pourvues d'un système d'étalonnage interne, la balance hydrostatique doit pouvoir être étalonnée avec des poids contrôlés par un organisme de certification officiel.
C.4.2.
Étalonnage du flotteur
C.4.2.1. Remplir l'éprouvette cylindrique jusqu'au repère avec de l'eau bidistillée (ou d'une pureté équivalente, par exemple de l'eau microfiltrée d'une conductivité de 18,2 MΩ/cm), dont la température sera comprise entre 15 et 25 °C, mais se situera de préférence à 20 °C.
C.4.2.2. Plonger le flotteur et le thermomètre dans le liquide, agiter, lire la masse volumique du liquide sur l'appareil et, si nécessaire, corriger cette lecture pour qu'elle soit égale à celle de l'eau à la température de la mesure.
C.4.3.
Contrôle à l'aide d'une solution hydroalcoolique
C.4.3.1. Remplir l'éprouvette cylindrique jusqu'au repère avec un mélange hydroalcoolique de titre connu, dont la température sera comprise entre 15 et 25 °C, mais se situera de préférence à 20 °C.
C.4.3.2. Plonger le flotteur et le thermomètre dans le liquide, agiter, lire la masse volumique du liquide sur l'appareil (ou le titre alcoométrique si ce dernier le permet). Le titre alcoométrique ainsi établi doit être égal au titre alcoométrique précédemment déterminé.
Remarque 2:
Cette solution de titre alcoométrique connu peut également remplacer l'eau bidistillée pour l'étalonnage du flotteur.
C.4.4.
Mesure de la masse volumique d'un distillat (ou de son titre alcoométrique si l'appareillage le permet)
C.4.4.1. Verser l'échantillon pour essai dans l'éprouvette cylindrique jusqu'au repère de niveau.
C.4.4.2. Plonger le flotteur et le thermomètre dans le liquide, agiter, lire la masse volumique du liquide sur l'appareil (ou le titre alcoométrique si ce dernier le permet). Noter la température si la masse volumique est mesurée à t °C (ρt).
C.4.4.3. Corriger ρt à l'aide de la table des masses volumiques ρT des mélanges hydroalcooliques [table II de l'annexe II du recueil des méthodes d'analyse de l'OIV (1994), p. 17 à 29].
C.4.5.
Nettoyage du flotteur et de l'éprouvette cylindrique
C.4.5.1. Plonger le flotteur dans la solution de lavage versée dans l'éprouvette.
C.4.5.2. Laisser tremper une heure en tournant le flotteur régulièrement.
C.4.5.3. Rincer abondamment à l'eau du robinet, puis à l'eau distillée.
C.4.5.4. Essuyer avec un papier de laboratoire doux ne perdant pas ses fibres.
Réaliser ces opérations lors de la première utilisation du flotteur, puis régulièrement dès que nécessaire.
C.4.6.
Résultat
À l'aide de la masse volumique ρ20, calculer le titre alcoométrique volumique réel en utilisant les tables mentionnées ci-dessous.
La table indiquant la valeur du titre alcoométrique volumique ( % vol.) à 20 °C en fonction de la masse volumique à 20 °C des mélanges hydroalcooliques est la table internationale adoptée par l'Organisation internationale de métrologie légale dans sa recommandation no 22.
C.5. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
C.5.1. Résultats statistiques de l'essai interlaboratoire
Les données suivantes proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures établies au niveau international [1] [2].
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 12
| Nombre d'échantillons: | 6
Types d'échantillons:
ALiqueur de fruit; doubles avec une teneur différente (*).
BBrandy; doubles en aveugle.
CWhisky; doubles en aveugle.
DGrappa; doubles avec une teneur différente (*).
EAquavit; doubles avec une teneur différente (*).
FRhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E | F
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 12 | 10 | 11 | 12 | 11 | 9
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | — | 2 | 1 | — | 1 | 2
| Nombre de résultfats acceptés | 24 | 20 | 22 | 24 | 22 | 18
|
Valeur moyenne (
) % vol.
| 23,80 | 40,09 | 40,29 | 39,26 | 42,38 | 57,16
| 26,51 (*) | | | 43,09 (*) | 45,89 (*) | 63,44 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) % vol. | 0,048 | 0,065 | 0,042 | 0,099 | 0,094 | 0,106
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 0,19 | 0,16 | 0,10 | 0,24 | 0,21 | 0,18
| Limite de répétabilité (r) % vol. | 0,13 | 0,18 | 0,12 | 0,28 | 0,26 | 0,30
| Écart-type de reproductibilité (SR) % vol. | 0,060 | 0,076 | 0,073 | 0,118 | 0,103 | 0,125
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 0,24 | 0,19 | 0,18 | 0,29 | 0,23 | 0,21
| Limite de reproductibilité (R) % vol. | 0,17 | 0,21 | 0,20 | 0,33 | 0,29 | 0,35
Figure 1. Appareil de distillation servant à la mesure du titre alcoométrique volumique réel des boissons spiritueuses
1. Ballon de 1 litre de capacité, à rodage sphérique normalisé.
2. Colonne rectificatrice de Vigreux de 20 cm.
3. Réfrigérant de West à bords droits de 10 cm.
4. Réfrigérant à serpentin de 40 cm.
II. DÉTERMINATION DE L'EXTRAIT SEC TOTAL DES BOISSONS SPIRITUEUSES PAR GRAVIMÉTRIE
1. Champ d'application
Le règlement (CEE) no 1576/89 ne prévoit l'application de cette méthode que pour l'aquavit dont l'extrait sec est limité à 15 g/l.
2. Références normatives
ISO 3696:1987: Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécification et méthodes d'essai.
3. Définition
L'extrait sec total ou «matières sèches totales» est l'ensemble de toutes les substances qui, dans des conditions physiques déterminées, ne se volatilisent pas.
4. Principe
Pesée du résidu laissé par l'évaporation de la boisson spiritueuse sur un bain-marie bouillant et traitement dans une étuve à dessiccation.
5. Appareillage et matériel
5. 1. Capsule cylindrique à fond plat de 55 mm de diamètre.
5. 2. Bain-marie bouillant.
5. 3. Pipette de 25 ml de classe A.
5. 4. Étuve à dessiccation.
5. 5. Dessiccateur.
5. 6. Balance analytique d'une sensibilité de 0,1 mg.
6. Échantillonnage et échantillons
Les échantillons sont stockés à température ambiante avant l'analyse.
7. Mode opératoire
7. 1. Introduire à la pipette 25 ml de boisson spiritueuse contenant moins de 15 g/l de matières sèches dans une capsule cylindrique à fond plat de 55 mm de diamètre, préalablement tarée. Pendant la première heure d'évaporation, la capsule est placée sur le couvercle d'un bain-marie bouillant de sorte que le liquide ne soit pas porté à ébullition, ce qui pourrait provoquer des pertes par projection. Laisser encore une heure directement en contact avec la vapeur du bain-marie bouillant.
7. 2. Terminer la dessiccation en plaçant la capsule dans une étuve à 105 °C ± 3 °C pendant deux heures. Laisser refroidir la capsule dans un dessiccateur et peser la capsule et son contenu.
8. Calcul
La masse du résidu multipliée par 40 est égale à l'extrait sec contenu dans la boisson spiritueuse, qui doit être exprimé en g/l avec une décimale.
9. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
9. 1. Résultats statistiques de l'essai interlaboratoire
Les données suivantes proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures établies au niveau international [1] [2].
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 10
| Nombre d'échantillons: | 4
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BRhum; doubles avec une teneur différente.
CGrappa; doubles avec une teneur différente.
DAquavit; doubles avec une teneur différente.
| Échantillons | A | B | C | D
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 9 | 9 | 8 | 9
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 1 | 1 | 2 | —
| Nombre de résultats acceptés | 18 | 18 | 16 | 18
|
Valeur moyenne (
) g/l
| 9,0 | 9,1 | 10,0 | 11,8
| | 7,8 | 9,4 | 11,1
| Écart-type de répétabilité (Sr) g/l | 0,075 | 0,441 | 0,028 | 0,123
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 0,8 | 5,2 | 0,3 | 1,1
| Limite de répétabilité (r) g/l | 0,2 | 1,2 | 0,1 | 0,3
| Écart-type de reproductibilité (SR) g/l | 0,148 | 0,451 | 0,058 | 0,210
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 1,6 | 5,3 | 0,6 | 1,8
| Limite de reproductibilité (R) g/l | 0,4 | 1,3 | 0,2 | 0,6
III. DÉTERMINATION DES SUBSTANCES VOLATILES ET DU MÉTHANOL DANS LES BOISSONS SPIRITUEUSES
III.1. REMARQUES GÉNÉRALES
1. Définitions
Le règlement (CEE) no 1576/89 fixe, pour un certain nombre de boissons spiritueuses (rhum, eaux-de-vie d'origine viticole, eaux-de-vie de fruits, etc.), des teneurs minimales en composés volatils autres que les alcools éthylique et méthylique. Conventionnellement, pour cette série de boissons exclusivement, ces teneurs sont considérées comme équivalentes à la somme des teneurs en:
1) acides volatils exprimés en acide acétique;
2) aldéhydes exprimés en éthanal par la somme de l'éthanal (acétaldéhyde) et de la fraction éthanal contenue dans 1,1-diéthoxyéthane (acétal);
3) alcools supérieurs suivants: propan-1-ol, butan-1-ol, butan-2-ol, 2-méthylpropan-1-ol, exprimés en chacun des alcools dosés individuellement, 2-méthylbutan-1-ol et 3-méthylbutan-1-ol, exprimés en chacun des alcools dosés individuellement ou par la somme des deux alcools;
4) acétate d'éthyle.
Les méthodes conventionnelles permettant de doser les composés volatils sont les suivantes:
— la mesure de l'acidité volatile pour les acides volatils,
— la chromatographie en phase gazeuse (CPG) pour les aldéhydes (éthanal et acétal), l'acétate d'éthyle et les alcools.
2. Détermination des composés volatils par chromatographie en phase gazeuse
La détermination par chromatographie en phase gazeuse des composés volatils autres que ceux indiqués ci-dessus peut se révéler un moyen particulièrement intéressant pour identifier l'origine de la matière première ayant servi à la distillation et les conditions mêmes de la distillation.
Certaines boissons spiritueuses contiennent d'autres substances volatiles, notamment des composés aromatiques, qui sont caractéristiques de la nature des matières premières utilisées pour l'obtention de l'alcool, de l'arôme de la boisson spiritueuse et des particularités de sa préparation. Ces composés sont importants pour l'évaluation des exigences fixées par le règlement (CEE) no 1576/89.
III.2. DÉTERMINATION DES SUBSTANCES VOLATILES COGÉNÉRÉES: ALDÉHYDES, ALCOOLS SUPÉRIEURS, ACÉTATE D'ÉTHYLE ET MÉTHANOL PAR CHROMATOGRAPHIE EN PHASE GAZEUSE
1. Champ d'application
Cette méthode convient pour la détermination des composés suivants: 1,1-diéthoxyéthane (acétal), 2-méthylbutan-1-ol (alcool amylique), 3-méthylbutan-1-ol (alcool isoamylique), méthanol (alcool méthylique), éthanoate d'éthyle (acétate d'éthyle), butan-1-ol (n-butanol), butan-2-ol (sec-butanol), 2-méthylpropan-1-ol (alcool isobutylique), propan-1-ol (n-propanol) et éthanal (acétaldéhyde). Elle fait appel à un étalon interne, par exemple le pentan-3-ol. Les concentrations des analytes sont exprimées en grammes par hectolitre d'alcool absolu; le titre alcoométrique du produit doit être déterminé avant l'analyse. Les boissons spiritueuses que permet d'analyser cette méthode sont notamment le whisky, le brandy, le rhum, l'eau-de-vie de vin, l'eau-de-vie de fruit et l'eau-de-vie de marc de raisin.
2. Références normatives
ISO 3696:1987: Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécification et méthodes d'essai.
3. Définition
Les substances cogénérées sont des substances volatiles qui se forment en même temps que l'éthanol lors de la fermentation, de la distillation et de la maturation des boissons spiritueuses.
4. Principe
Les substances cogénérées sont déterminées par injection directe de la boisson spiritueuse, ou de la boisson spiritueuse convenablement diluée, dans un système de chromatographie en phase gazeuse (CPG). Un étalon interne approprié est ajouté à la boisson spiritueuse avant l'injection. Les substances cogénérées sont séparées par programmation de la température d'une colonne adaptée et sont détectées à l'aide d'un détecteur à ionisation de flamme (FID). La concentration de chacune d'entre elles est déterminée par rapport à l'étalon interne au vu des facteurs de réponse, qui sont obtenus lors de l'étalonnage dans les conditions chromatographiques identiques à celles de l'analyse de la boisson spiritueuse.
5. Réactifs et matériaux
Sauf indication contraire, n'utiliser que des réactifs d'une pureté supérieure à 97 %, achetés auprès d'un fournisseur agréé par l'ISO et munis d'un certificat de pureté, exempts d'autres substances cogénérées lors de la dilution d'essai (la confirmation peut être apportée par l'injection d'un étalon de chaque substance cogénérée lors de la dilution d'essai dans les conditions CPG indiquées au point 6.4) et de l'eau de classe 3 au minimum, répondant à la définition de la norme ISO 3696. L'acétal et l'acétaldéhyde doivent être stockés dans l'obscurité à une température inférieure à 5 oC. Tous les autres réactifs peuvent être stockés à température ambiante.
5. 1. Éthanol absolu (CAS 64-17-5).
5. 2. Méthanol (CAS 67-56-1).
5. 3. Propan-1-ol (CAS 71-23-8).
5. 4. 2-méthylpropan-1-ol (CAS 78-83-1).
5. 5. Étalons internes acceptables: pentan-3-ol (CAS 584-02-1), pentan-1-ol (CAS 71-41-0), 4-méthylpentan-1-ol (CAS 626-89-1) ou nonanoate de méthyle (CAS 1731-84-6).
5. 6. 2-méthylbutan-1-ol (CAS 137-32-6).
5. 7. 3-méthylbutan-1-ol (CAS 123-51-3).
5. 8. Acétate d'éthyle (CAS 141-78-6).
5. 9. Butan-1-ol (CAS 71-36-3).
5. 10. Butan-2-ol (CAS 78-92-2).
5. 11. Acétaldéhyde (CAS 75-07-0).
5. 12. Acétal (CAS 105-57-7).
5. 13. Solution d'éthanol à 40 % v/v.
Pour préparer une solution d'éthanol à 400 ml/l, verser 400 ml d'éthanol (5.1), dans une fiole jaugée de 1 l, porter au volume avec de l'eau distillée et bien mélanger.
5. 13 bis. Pour l’alcool éthylique d’origine agricole uniquement, éthanol absolu (CAS 64-17-5).
5. 14. Préparation et conservation des solutions titrées (procédure utilisée pour la méthode validée)
Toutes les solutions titrées doivent être stockées à une température inférieure à 5 °C et être renouvelées tous les mois. La masse des constituants et des solutions doit être donnée à 0,1 mg près.
5. 14.1.
Solution titrée — A
Introduire à la pipette les réactifs suivants dans une fiole jaugée de 100 ml, contenant environ 60 ml de solution d'éthanol (5.13) pour minimiser l'évaporation des constituants, porter au volume à l'aide de la solution d'éthanol (5.13) et bien mélanger. Noter le poids de la fiole et de chaque constituant ajouté, ainsi que le poids total final du contenu.
| Constituant | Volume (ml)
| Méthanol (5.2) | 3,0
| Propan-1-ol (5.3) | 3,0
| 2-méthylpropan-1-ol (5.4) | 3,0
| 2-méthylbutan-1-ol (5.6) | 3,0
| 3-méthylbutan-1-ol (5.7) | 3,0
| Acétate d'éthyle (5.8) | 3,0
| Butan-1-ol (5.9) | 3,0
| Butan-2-ol (5.10) | 3,0
| Acétaldéhyde (5.11) | 3,0
| Acétal (5.12) | 3,0
Remarque 1:
Il est préférable d'ajouter l'acétal et l'acétaldéhyde en dernier lieu afin de minimiser les pertes par évaporation.
5. 14.1 bis. Pour l’alcool éthylique d’origine agricole uniquement, la solution titrée A est préparée en introduisant à la pipette les réactifs avec des volumes réduits d’alcools supérieurs, afin de disposer de solutions titrées à des concentrations proches des limites légales pour l’alcool éthylique d’origine agricole.
5. 14.2.
Solution titrée — B
Introduire à la pipette 3 ml de pentan-3-ol ou d'un autre étalon interne approprié (5.5) dans une fiole jaugée de 100 ml, contenant environ 80 ml de solution d'éthanol (5.13), porter au volume à l'aide de la solution d'éthanol (5.13) et bien mélanger.
Noter le poids de la fiole et du pentan-3-ol ou de tout autre étalon interne ajouté, ainsi que le poids total final du contenu.
5. 14.2 bis. Pour l’alcool éthylique d’origine agricole uniquement, la solution titrée B est préparée en introduisant à la pipette un étalon interne adapté avec des volumes réduits, afin de disposer de solutions titrées à des concentrations proches des limites légales pour l’alcool éthylique d’origine agricole.
5. 14.3.
Solution titrée — C
Introduire à la pipette 1 ml de solution A (5.14.1) et 1 ml de solution B (5.14.2) dans une fiole jaugée de 100 ml, contenant environ 80 ml de solution d'éthanol (5.13), porter au volume à l'aide de la solution d'éthanol (5.13) et bien mélanger.
Noter le poids de la fiole et de chaque constituant ajouté ainsi que le poids total final du contenu.
5. 14.4.
Solution titrée — D
Afin de maintenir la continuité analytique, préparer un étalon de contrôle de la qualité à l'aide de l'étalon A précédemment préparé (5.14.1). Introduire à la pipette 1 ml de solution A (5.14.1) dans une fiole jaugée de 100 ml, contenant environ 80 ml de solution d'éthanol (5.13), porter au volume à l'aide de la solution d'éthanol (5.13) et bien mélanger.
Noter le poids de la fiole et de chaque constituant ajouté ainsi que le poids total final du contenu.
5. 14.5.
Solution titrée — E
Introduire à la pipette 10 ml de solution B (5.14.2) dans une fiole jaugée de 100 ml, contenant environ 80 ml de solution d'éthanol (5.13), porter au volume à l'aide de la solution d'éthanol (5.13) et bien mélanger.
Noter le poids de la fiole et de chaque constituant ajouté ainsi que le poids total final du contenu.
5. 14.6.
Solutions titrées servant à contrôler la linéarité de la réponse du FID
Dans différentes fioles jaugées de 100 ml, contenant environ 80 ml d'éthanol (5.13), introduire à la pipette 0, 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 ml de solution A (5.14.1) et 1 ml de solution B (5.14.2), porter au volume à l'aide de la solution d'éthanol (5.13) et bien mélanger.
Noter le poids de la fiole et de chaque constituant ajouté ainsi que le poids total final du contenu.
5. 14.7.
Solution titrée de contrôle de la qualité (CQ)
Introduire à la pipette 9 ml de solution titrée D (5.14.4) et 1 ml de solution titrée E (5.14.5) dans un récipient et bien mélanger.
Noter le poids de la fiole et de chaque constituant ajouté ainsi que le poids total final du contenu.
6. Appareillage et matériel
6. 1. Appareillage permettant de mesurer la masse volumique et le titre alcoométrique.
6. 2. Balance analytique capable d'afficher le résultat avec quatre décimales.
6. 3. Chromatographe en phase gazeuse à température programmable, doté d'un détecteur à ionisation de flamme et d'un intégrateur ou de tout autre système de gestion de données capable de mesurer les aires ou les hauteurs de pic.
6. 4. Colonne(s) de chromatographie en phase gazeuse permettant de séparer les analytes de sorte que la résolution minimum entre les différents constituants (autres que le 2-méthylbutan-1-ol et le 3-méthylbutan-1-ol) soit au moins de 1,3.
Remarque 2:
Les colonnes et conditions CPG mentionnées ci-après sont des exemples qui conviennent pour la détermination souhaitée.
1) Colonne de garde de 1 m × 0,32 mm de diamètre intérieur, connecté à une colonne CP-WAX 57 CB de 50 m × 0,32 mm de diamètre intérieur, avec une épaisseur de film (polyéthylène-glycol stabilisé) de 0,2 μm, puis une colonne Carbowax 400 de 50 m × 0,32 mm de diamètre intérieur, avec une épaisseur de film de 0,2 μm (les colonnes sont assemblées par des connecteurs sans volume mort).
| Gaz vecteur et pression: | hélium (135 kPa)
| Température de la colonne: | 35 °C pendant 17 min, 35 à 70 °C à 12 °C/min, maintenir à 70 °C pendant 25 min
| Température de l'injecteur: | 150 °C
| Température du détecteur: | 250 °C
| Volume d'injection: | 1 μl, split 20 à 100:1
2) Colonne de garde de 1 m × 0,32 mm de diamètre intérieur, connecté à une colonne CP-WAX 57 CB de 50 m × 0,32 mm de diamètre intérieur, avec une épaisseur de film (polyéthylène-glycol stabilisé) de 0,2 μm, (la colonne de garde est assemblée à l'aide d'un connecteur sans volume mort).
| Gaz vecteur et pression: | hélium (65 kPa)
| Température de la colonne: | 35 °C pendant 10 min, 35 à 110 °C à 5 °C/min, 110: à 190 °C à 30 °C/min, maintenir à 190 °C pendant 2 min
| Température de l'injecteur: | 260 °C
| Température du détecteur: | 300 °C
| Volume d'injection: | 1 μl, split 55:1
3) Colonne remplie (5% CW 20 M, Carbopak B) 2 m × 2 mm de diamètre intérieur.
| Température de la colonne: | 65 °C pendant 4 min, 65 à 140 °C à 10 °C/min, maintenir à 140 °C pendant 5 min, 140 à 150 °C à 5 °C/min, maintenir à 150 °C pendant 3 min
| Température de l'injecteur: | 65 °C
| Température du détecteur: | 200 °C
| Volume d'injection: | 1 μl
7. Échantillonnage et échantillons
7. 1. Échantillon de laboratoire
Le titre alcoométrique de chaque échantillon est mesuré dès réception (6.1).
8. Mode opératoire (procédure utilisée pour la méthode validée)
8. 1. Prise d'essai
8. 1.1. Peser un récipient fermé adapté pour la pesée et noter son poids.
8. 1.2. Introduire à la pipette 9 ml d'échantillon de laboratoire dans le récipient et noter le poids (Méchantillon).
8. 1.3. Ajouter 1 ml de solution titrée E (5.14.5) et noter le poids (MIS).
8. 1.4. Secouer l'échantillon vigoureusement (au moins vingt retournements). Les échantillons doivent être stockés à une température inférieure à 5 °C avant l'analyse afin de minimiser les pertes par évaporation.
8. 2.
Essai à blanc
8. 2.1. À l'aide d'une balance à quatre décimales (6.2), peser un récipient fermé adapté pour la pesée et noter son poids.
8. 2.2. Introduire à la pipette 9 ml de solution d'éthanol à 400 ml/l (5.13) dans le récipient et noter le poids.
8. 2.3. Ajouter 1 ml de solution titrée E (5.14.5) et noter le poids.
8. 2.4. Secouer le matériau d'essai vigoureusement (au moins vingt retournements). Les échantillons doivent être stockés à une température inférieure à 5 °C avant l'analyse afin de minimiser les pertes par évaporation.
8. 3.
Essai préliminaire
Injecter la solution titrée C (5.14.3) pour que tous les analytes soient séparés avec une résolution minimale de 1,3 (sauf le 2-méthylbutan-1-ol et le 3-méthylbutan-1-ol.
8. 4.
Étalonnage
Il convient de contrôler l'étalonnage conformément à la procédure suivante. Veiller à ce que la réponse soit linéaire en analysant successivement en triple chacune des solutions titrées servant à contrôler la linéarité (5.14.6), contenant un étalon interne (IS). À partir des aires ou hauteurs de pic de l'intégrateur pour chaque injection, calculer le rapport R pour chaque substance cogénérée et représenter R graphiquement en fonction du taux de concentration de ces substances par rapport à l'étalon interne (IS), C. Un tracé linéaire doit être obtenu, avec un/coefficient de corrélation d'au moins 0,99.
8. 5.
Détermination
Injecter la solution titrée C (5.14.3) et deux solutions titrées CQ (5.14.7). Procéder ensuite avec des échantillons inconnus (préparés conformément aux instructions des points 8.1 et 8.2) en insérant un étalon de contrôle de la qualité tous les dix échantillons afin d'assurer la stabilité analytique. Injecter une solution titrée C (5.14.3) tous les cinq échantillons.
9. Calcul
Il est possible d'utiliser un système automatisé de gestion des données, pour autant que celles-ci puissent être contrôlées conformément aux principes décrits ci-dessous.
Mesurer soit les aires soit les hauteurs de pic des substances cogénérées et de l'étalon interne.
9. 1.
Calcul du facteur de réponse
À partir du chromatogramme de l'injection de la solution titrée C (5.14.3), calculer les facteurs de réponse de chaque substance cogénérée au moyen de l'équation (1).où:
ISétalon interne
Conc. substanceconcentration de la substance dans la solution C (5.14.3)
Conc. ISconcentration de l'étalon interne dans la solution C (5.14.3)
9. 1.2.
Analyse de l'échantillon
À l'aide de l'équation (2) figurant ci-dessous, calculer la concentration de chaque substance dans les échantillons.où:
MÉCHpoids de l'échantillon (8.1.2)
MISpoids de l'étalon interne (8.1.3)
Conc. ISconcentration de l'étalon interne dans la solution E (5.14.5)
RFfacteur de réponse calculé à l'aide de l'équation 1
9. 1.3.
Analyse de la solution titrée de contrôle de la qualité
À l'aide de l'équation (3) figurant ci-dessous, calculer le taux de récupération de la valeur cible pour les différents substances contenues dans les étalons CQ (5.14.7).
La concentration de l'analyte dans l'étalon CQ est calculée en utilisant les équations (1) et (2).
9. 2.
Présentation finale des résultats
Pour les échantillons, les résultats sont convertis de μg/g en g par hectolitre d'alcool absolu à l'aide de l'équation (4).où
ρmasse volumique en kg/m3.
Les résultats sont exprimés avec trois chiffres significatifs et une décimale au maximum, par exemple, 11,4 g par hectolitre d'alcool absolu.
10. Assurance et contrôle de la qualité (utilisés pour la méthode validée)
À l'aide de l'équation (2), calculer la concentration de chaque substance cogénérée dans les solutions titrées de contrôle de la qualité préparées conformément au mode opératoire décrit aux points 8.1.1 à 8.1.4. Utiliser l'équation (3) pour calculer le taux de récupération de la valeur cible. Si les résultats analysés sont compris entre ± 10 % de leurs valeurs théoriques pour chaque substance, l'analyse peut être réalisée. Dans le cas contraire, il convient de rechercher la cause de l'inexactitude et de prendre les mesures correctives qui s'imposent.
11. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
Résultats statistiques de l'essai interlaboratoire: Les tableaux suivants regroupent les valeurs pour les composés suivants: éthanal, acétate d'éthyle, acétal, éthanal total, méthanol, butan-2-ol, propan-1-ol, butan-1-ol, 2-méthylpropan-1-ol, 2 méthylbutan-1-ol, 3 méthyl-butan-1-ol.
Les données mentionnées ci-après proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures agréées au niveau international.
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | éthanal
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
DWhisky; doubles avec une teneur différente (*).
ERhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 28 | 26 | 27 | 27 | 28
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 2 | 4 | 3 | 3 | 2
| Nombre de résultats acceptés | 56 | 52 | 54 | 54 | 56
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 63,4 | 71,67 | 130,4 | 38,4 | 28,6
| | | | 13,8 (*) | 52,2 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 3,3 | 1,9 | 6,8 | 4,1 | 3,6
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 5,2 | 2,6 | 5,2 | 15,8 | 8,9
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 9,3 | 5,3 | 19,1 | 11,6 | 10,1
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 12 | 14 | 22 | 6,8 | 8,9
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 18,9 | 19,4 | 17,1 | 26,2 | 22,2
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 33,5 | 38,9 | 62,4 | 19,1 | 25,1
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | acétate d'éthyle
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
DWhisky; doubles avec une teneur différente (*).
ERhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 24 | 24 | 25 | 24 | 24
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 2 | 2 | 1 | 2 | 2
| Nombre de résultats acceptés | 48 | 48 | 50 | 48 | 48
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 96,8 | 1 046 | 120,3 | 112,5 | 99,1
| | | | 91,8 (*) | 117,0 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 2,2 | 15 | 2,6 | 2,1 | 2,6
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 2,3 | 1,4 | 2,1 | 2,0 | 2,4
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 6,2 | 40,7 | 7,2 | 5,8 | 7,3
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 6,4 | 79 | 8,2 | 6,2 | 7,1
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 6,6 | 7,6 | 6,8 | 6,2 | 6,6
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 17,9 | 221,9 | 22,9 | 17,5 | 20,0
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte | acétal
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
DWhisky; doubles avec une teneur différente (*).
ERhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 20 | 21 | 22 | 17 | 21
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 4 | 3 | 2 | 4 | 3
| Nombre de résultats acceptés | 40 | 42 | 44 | 34 | 42
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 35,04 | 36,46 | 68,5 | 20,36 | 15,1
| | | | 6,60 (*) | 28,3 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 0,58 | 0,84 | 1,6 | 0,82 | 1,9
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 1,7 | 2,3 | 2,3 | 6,1 | 8,7
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 1,6 | 2,4 | 4,4 | 2,3 | 5,3
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 4,2 | 4,4 | 8,9 | 1,4 | 3,1
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 12,1 | 12,0 | 13,0 | 10,7 | 14,2
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 11,8 | 12,2 | 25,0 | 4,0 | 8,7
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | éthanal total
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
DWhisky; doubles avec une teneur différente (*).
ERhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 23 | 19 | 22 | 21 | 22
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 1 | 5 | 2 | 3 | 2
| Nombre de résultats acceptés | 46 | 38 | 44 | 42 | 44
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 76,5 | 85,3 | 156,5 | 45,4 | 32,7
| | | | 15,8 (*) | 61,8 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 3,5 | 1,3 | 6,5 | 4,4 | 3,6
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 4,6 | 1,5 | 4,2 | 14,2 | 7,6
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 9,8 | 3,5 | 18,3 | 12,2 | 10,0
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 13 | 15 | 24,1 | 7,3 | 9,0
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 16,4 | 17,5 | 15,4 | 23,7 | 19,1
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 35,2 | 41,8 | 67,4 | 20,3 | 25,2
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | méthanol
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
DWhisky; doubles avec une teneur différente (*).
ERhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 26 | 27 | 27 | 28 | 25
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 4 | 3 | 3 | 1 | 4
| Nombre de résultats acceptés | 52 | 54 | 54 | 56 | 50
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 319,8 | 2 245 | 1 326 | 83,0 | 18,6
| | | | 61,5 (*) | 28,9 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 4,4 | 27 | 22 | 1,5 | 1,3
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 1,4 | 1,2 | 1,7 | 2,1 | 5,6
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 12,3 | 74,4 | 62,5 | 4,3 | 3,8
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 13 | 99 | 60 | 4,5 | 2,8
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 3,9 | 4,4 | 4,6 | 6,2 | 11,8
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 35,2 | 278,3 | 169,1 | 12,5 | 7,9
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 4
| Analyte: | butan-2-ol
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
ERhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 21 | 27 | 29 | 22
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 4 | 3 | 1 | 3
| Nombre de résultats acceptés | 42 | 54 | 58 | 44
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 5,88 | 250,2 | 27,57 | 5,83
| | | | 14,12 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 0,40 | 2,2 | 0,87 | 0,64
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 6,8 | 0,9 | 3,2 | 6,4
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 1,1 | 6,1 | 2,5 | 1,8
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 0,89 | 13 | 3,2 | 0,87
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 15,2 | 5,1 | 11,5 | 8,7
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 2,5 | 35,5 | 8,9 | 2,4
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | propan-1-ol
Types d'échantillons
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
DWhisky; doubles avec une teneur différente (*).
ERhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 29 | 27 | 27 | 29 | 29
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 2 | 4 | 3 | 2 | 2
| Nombre de résultats acceptés | 58 | 54 | 54 | 58 | 58
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 86,4 | 3 541 | 159,1 | 272,1 | 177,1
| | | | 229,3 (*) | 222,1 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 3,0 | 24 | 3,6 | 2,3 | 3,3
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 3,4 | 0,7 | 2,3 | 0,9 | 1,6
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 8,3 | 68,5 | 10,0 | 6,4 | 9,1
| Écart-type de reproductibialité (SR) μg/g | 5,3 | 150 | 6,5 | 9,0 | 8,1
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 6,1 | 4,1 | 4,1 | 3,6 | 4,1
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 14,8 | 407,2 | 18,2 | 25,2 | 22,7
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | butan-1-ol
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
| Échantillons | A | B | C
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 20 | 22 | 22
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 4 | 4 | 6
| Nombre de résultats acceptés | 40 | 44 | 44
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 3,79 | 5,57 | 7,54
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 0,43 | 0,20 | 0,43
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 11,2 | 3,6 | 5,6
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 1,1 | 0,6 | 1,2
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 0,59 | 0,55 | 0,82
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 15,7 | 9,8 | 10,8
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 1,7 | 1,5 | 2,3
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | 2-méthylpropan-1-ol
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
DWhisky; doubles avec une teneur différente (*).
ERhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 28 | 31 | 30 | 26 | 25
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 3 | 0 | 1 | 5 | 6
| Nombre de résultats acceptés | 56 | 62 | 60 | 52 | 50
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 174,2 | 111,7 | 185,0 | 291,0 | 115,99
| | | | 246,8 (*) | 133,87 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 2,3 | 1,6 | 2,5 | 1,8 | 0,74
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 1,3 | 1,4 | 1,3 | 0,7 | 0,6
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 6,4 | 4,5 | 6,9 | 5,0 | 2,1
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 8,9 | 8,9 | 9,7 | 6,0 | 6,2
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 5,1 | 8,0 | 5,2 | 2,2 | 5,0
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 24,9 | 24,9 | 27,2 | 16,9 | 17,4
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | 2-méthylbutan-1-ol
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
DWhisky; doubles avec une teneur différente (*).
ERhum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 25 | 26 | 25 | 27 | 25
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 3 | 2 | 3 | 1 | 2
| Nombre de résultats acceptés | 50 | 52 | 50 | 54 | 50
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 113,0 | 48,3 | 91,6 | 72,1 | 39,5
| | | | 45,2 (*) | 61,5 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 2,1 | 1,5 | 1,7 | 2,3 | 2,3
| Écart-type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 1,9 | 3,1 | 1,8 | 3,9 | 4,5
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 6,0 | 4,2 | 4,7 | 6,4 | 6,3
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 7,4 | 3,8 | 6,6 | 4,7 | 4,5
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 6,6 | 7,9 | 7,2 | 8,1 | 8,8
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 20,8 | 10,7 | 18,4 | 13,3 | 12,5
| Année de l'essai interlaboratoire: | 1997
| Nombre de laboratoires: | 32
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | 3-méthylbutan-1-ol
Types d'échantillons:
ABrandy; doubles en aveugle.
BKirsch; doubles en aveugle.
CGrappa; doubles en aveugle.
DWhisky; doubles avec une teneur différente (*).
ERrum; doubles avec une teneur différente (*).
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 23 | 23 | 24 | 27 | 21
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 5 | 5 | 4 | 1 | 6
| Nombre de résultats acceptés | 46 | 46 | 48 | 54 | 42
|
Valeur moyenne (
) μg/g
| 459,4 | 242,7 | 288,4 | 142,2 | 212,3
| | | | 120,4 (*) | 245,6 (*)
| Écart-type de répétabilité (Sr) μg/g | 5,0 | 2,4 | 3,4 | 2,4 | 3,2
| Écart-type relative de répétabilité (RSDr) (%) | 1,1 | 1,0 | 1,2 | 1,8 | 1,4
| Limite de répétabilité (r) μg/g | 13,9 | 6,6 | 9,6 | 6,6 | 9,1
| Écart-type de reproductibilité (SR) μg/g | 29,8 | 13 | 21 | 8,5 | 6,7
| Écart-type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 6,5 | 5,2 | 7,3 | 6,5 | 2,9
| Limite de reproductibilité (R) μg/g | 83,4 | 35,4 | 58,8 | 23,8 | 18,7
III.3. DÉTERMINATION DES SUBSTANCES VOLATILES DANS LES BOISSONS SPIRITUEUSES
1. Champ d'application
La méthode a été validée dans le cadre d'une étude interlaboratoires pour le rhum, le brandy, le marc et les eaux-de-vie de fruits, dans des proportions allant de 30 mg/l à 641 mg/l.
2. Références normatives
ISO 3696:1987. Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécifications et méthodes d'essai.
3. Définitions
3. 1.
L'acidité volatile est calculée en déduisant l'acidité fixe de l'acidité totale.
3. 2.
L'acidité totale est la somme des acidités titrables.
3. 3.
L'acidité fixe est l'acidité du résidu après évaporation à sec de la boisson spiritueuse.
4. Principe
L'acidité totale et l'acidité fixe sont déterminées par titrage ou par potentiométrie.
5. Réactifs et matériaux
Au cours de l'analyse, sauf indication contraire, n'utiliser que des réactifs de qualité analytique reconnue et de l'eau de classe 3 au minimum, répondant à la définition de la norme ISO 3696:1987.
5. 1.
Solution d'hydroxyde de sodium (NaOH) 0,01 M.
5. 2.
Solution d'indicateur mixte:
Peser 0,1 g de carmin d'indigo et 0,1 g de rouge de phénol.
Dissoudre dans 40 ml d'eau et porter à 100 ml avec de l'éthanol.
6. Appareil et équipement
Appareil de laboratoire indirect, verrerie de catégorie A et ce qui suit.
6. 1. Pompe à eau
6. 2. Évaporateur rotatif ou bain à ultrasons
6. 3. Équipement pour le titrage potentiométrique (facultatif)
7. Échantillonnage et échantillons
Les échantillons sont entreposés à température ambiante avant d'être analysés.
8. Procédure
8. 1. Acidité totale
8. 1.1. Préparation de l'échantillon
La boisson spiritueuse est irradiée par ultrasons ou agitée pendant deux minutes sous vide pour la débarrasser du dioxyde de carbone, si nécessaire.
8. 1.2. Titrage
Introduire à l'aide d'une pipette 25 ml de la boisson spiritueuse dans une fiole Erlenmeyer de 500 ml.
Ajouter environ 200 ml d'eau distillée bouillie refroidie (préparée le jour même) et 2 à 6 gouttes de solution d'indicateur mixte (5.2).
Titrer avec la solution d'hydroxyde de sodium 0,01 M (5.1) jusqu'à ce que la couleur jaune-vert vire au violet dans le cas des boissons spiritueuses incolores, ou que la couleur jaune-brun vire au rouge-brun dans le cas des boissons spiritueuses de couleur brune.
Le titrage peut également être réalisé par potentiométrie, jusqu'à un pH égal à 7,5.
Soit n1 ml le volume de solution 0,01 M d'hydroxyde de sodium ajouté.
8. 1.3. Calcul
L'acidité totale (AT) exprimée en milliéquivalents par litre de boisson spiritueuse est égale à 0,4 × n1.
L'acidité totale (AT′) exprimée en mg d'acide acétique par litre de boisson spiritueuse est égale à 24 × n1.
8. 2. Acidité fixe
8. 2.1. Préparation de l'échantillon
Laisser évaporer à sec 25 ml de la boisson spiritueuse:
introduire à l'aide d'une pipette 25 ml de la boisson spiritueuse dans une capsule d'évaporation cylindrique à fond plat de 55 mm de diamètre. Pendant la première heure d'évaporation, la capsule est placée sur le couvercle d'un bain-marie bouillant de sorte que le liquide ne soit pas porté à ébullition, ce qui pourrait provoquer des pertes par projection.
Terminer la dessiccation en plaçant la capsule dans une étuve à 105 °C pendant deux heures. Laisser refroidir la capsule dans un dessiccateur.
8. 2.2. Titrage
Dissoudre le résidu obtenu après évaporation avec de l'eau distillée bouillie et refroidie (préparée le jour même), porter à un volume d'environ 100 ml et ajouter 2 à 6 gouttes de solution d'indicateur mixte (5.2).
Titrer avec la solution d'hydroxyde de sodium 0,01 M (5.1).
Le titrage peut également être réalisé par potentiométrie, jusqu'à un pH de 7,5.
Soit n2 ml le volume de solution d'hydroxyde de sodium 0,01 M ajouté.
8. 2.3. Calcul
L'acidité fixe (AF) exprimée en milliéquivalents par litre de boisson spiritueuse est égale à 0,4 × n2.
L'acidité fixe (AF) exprimée en mg d'acide acétique par litre de boisson spiritueuse est égale à 24 × n2.
9. Calcul de l'acidité volatile
9. 1.
Exprimée en milliéquivalents par litre:
Soit:
ATl'acidité totale en milliéquivalents par litre
AFl'acidité fixe en milliéquivalents par litre
L'acidité volatile (AV) en milliéquivalents par litre est égale à:
AT – AF
9. 2.
Exprimée en mg d'acide acétique par litre:
Soit:
AT′acidité totale en mg d'acide acétique par litre
AF′acidité fixe en mg d'acide acétique par litre
L'acidité volatile (AV) en mg d'acide acétique par litre est égale à:
AT′ – AF′
9. 3.
Exprimée en acide acétique g/hl d'alcool à 100 % vol. pur est égale à:TA′FA′A10
où A est le titre alcoométrique volumique de la boisson spiritueuse.
10. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
10. 1. Résultats statistiques de l'essai interlaboratoires
Les données suivantes proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures établies au niveau international (1) (2).
| Année de l'essai interlaboratoires | 2000
| Nombre de laboratoires | 18
| Nombre d'échantillons | 6
| Échantillons | A | B | C | D | E | F
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des cas extrêmes | 16 | 18 | 18 | 14 | 18 | 18
| Nombre de cas extrêmes (laboratoires) | 2 | | | 4 | |
| Nombre de résultats acceptés | 32 | 36 | 36 | 28 | 36 | 36
| Mean valuex[mg/L] |
272*
241*
| 30 |
591*
641*
| 46 | 107 | 492
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 8,0 | 3,6 | 15,0 | 3,7 | 6,7 | 8,5
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 3,1 | 11,8 | 2,4 | 8,0 | 6,2 | 1,7
| Limite de répétabilité, r (mg/l) | 23 | 10 | 42 | 10 | 19 | 24
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 8,5 | 8,4 | 25,0 | 4,55 | 13,4 | 24,4
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 3,3 | 27,8 | 4,1 | 9,9 | 12,5 | 5,0
| Limite de reproductibilité, R (mg/l) | 24 | 23 | 70 | 13 | 38 | 68
Types d'échantillons:
AEau-de-vie de prune; fraction *
BRhum I; double aveugle
CRhum II; fraction *
DSlivovitz; double aveugle
EBrandy; double aveugle
FEau-de-vie de marc; double aveugle
(1) «Protocol for the Design, Conduct and Interpretation of Method- Performance Studies», Horwitz, W. (1995), Pure and Applied Chemistry 67, 332-343.
(2) Horwitz, W. (1982), «Analytical Chemistry 54, 67A-76A».
V. ANÉTHOLE. DOSAGE DU TRANS-ANÉTHOLE DANS LES BOISSONS SPIRITUEUSES PAR CHROMATOGRAPHIE EN PHASE GAZEUSE
1. Champ d'application
Cette méthode convient au dosage du trans-anéthole dans les boissons spiritueuses anisées par chromatographie capillaire en phase gazeuse.
2. Références normatives
ISO 3696: 1987 Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécifications et méthodes d'essai
3. Principe
La concentration en trans-anéthole de la boisson spiritueuse est déterminée par chromatographie en phase gazeuse (GC). Après addition de la même quantité d'un étalon interne, à savoir par exemple le 4-allylanisole (estragole) lorsque l'estragole n'est pas naturellement présent dans l'échantillon, la prise d'essai, d'une part, et une solution titrée de référence contenant le trans-anéthole, d'autre part, toutes deux diluées à l'aide d'éthanol à 45 %, sont injectées directement dans le chromatographe. Pour les boissons spiritueuses à forte concentration en sucres, il y a lieu de procéder à une extraction avant la préparation et l'analyse de l'échantillon.
4. Réactifs et matériaux
Au cours de l'analyse, on utilise exclusivement des réactifs de pureté égale ou supérieure à 98 % et une eau de classe 3 au minimum, répondant à la définition de la norme ISO 3696.
Les substances de référence doivent être conservées au froid (à environ 4 °C) et à l'abri de la lumière, dans des récipients en aluminium ou des flacons spéciaux pour réactifs en verre teinté (ambré). Les bouchons doivent être équipés, de préférence, d'un opercule d'étanchéité en aluminium. Le trans-anéthole doit être «décongelé» de son état cristallin avant emploi, mais il ne doit en aucun cas être soumis à des températures excédant 35 °C.
4. 1.
Éthanol à 96 % vol (CAS 64-17-5)
4. 2.
1-methoxy-4- (1-propényl) benzène; (trans-anéthole) (CAS 4180-23-8)
4. 3.
Étalon interne proposé: 4-allylanisole, (estragole) (CAS 140-67-0)
4. 4.
Éthanol à 45 % vol
Ajouter 560 g d'eau distillée à 378 g d'éthanol à 96 % vol
4. 5. Préparation des solutions étalons
Toutes les substances de référence doivent être conservées à température ambiante (15 à 35 ° C) et à l'abri de la lumière, dans des récipients en aluminium ou des flacons spéciaux pour réactifs en verre teinté (ambré). Les bouchons doivent être équipés, de préférence, d'un opercule d'étanchéité en aluminium.
Le trans-anéthole et le 4-allylanisole étant pratiquement non solubles dans l'eau, il est nécessaire de les dissoudre dans un peu d'éthanol à 96 % vol (point 4.1) avant l'addition d'éthanol à 45 % vol (point 4.4).
Les solutions mères doivent être renouvelées chaque semaine.
4. 5.1. Solution étalon A
Solution mère de trans-anéthole (concentration: 2 g/l)
Peser 40 mg de trans-anéthole (point 4.2) dans une fiole jaugée de 20 ml (ou 400 mg dans 200 ml, etc.). Ajouter un peu d'éthanol à 96 % vol (point 4.1) et porter au volume à l'aide d'éthanol à 45 % vol (point 4.4). Mélanger soigneusement.
4. 5.2. Solution étalon interne B
Solution mère d'étalon interne, par exemple d'estragole (concentration: 2 g/l)
Peser 40 mg d'estragole (voir 4.3) dans une fiole jaugée de 20 ml (ou 400 mg dans 200 ml, etc.). Ajouter un peu d'éthanol à 96 % vol (point 4.1) et porter au volume à l'aide d'éthanol à 45 % vol (point 4.4). Mélanger soigneusement.
4. 5.3. Solutions servant à contrôler la linéarité de la réponse du détecteur à ionisation de flamme
La linéarité de la réponse du détecteur à ionisation de flamme doit être contrôlée pour l'analyse d'une fourchette de concentrations de trans-anéthole dans les spiritueux de 0 g/l à 2,5 g/l. Lors de la procédure d'analyse, les échantillons inconnus de spiritueux à analyser sont dilués dix fois (point 8.3). Pour les conditions de l'analyse décrites dans la présente méthode, préparer de la façon suivante des solutions mères correspondant à des concentrations de 0; 0,05; 0,1; 0,15; 0,2 et 0,25 g/l de trans-anéthole dans les échantillons à analyser: prélever à l'aide de pipettes 0,5, 1, 1,5, 2 et 2,5 ml de la solution mère A (point 4.5.1) et introduire ces prélèvements dans autant de fioles jaugées de 20 ml. Dans chacune de ces fioles, introduire à la pipette 2 ml de solution étalon interne B (point 4.5.2) et porter au volume à l'aide d'éthanol à 45 % vol (point 4.4). Mélanger soigneusement.
On utilisera comme solution à 0 g/l la solution à blanc (point 8.4).
4. 5.4. Solution étalon C
Introduire à la pipette 2 ml de solution étalon A (point 4.5.1) dans une fiole jaugée de 20 ml, ajouter 2 ml de solution étalon interne B (point 4.5.2) et porter au volume à l'aide d'éthanol à 45 % vol (point 4.4). Mélanger soigneusement.
5. Appareillage et équipements
5. 1. Chromatographe en phase gazeuse, doté d'un détecteur à ionisation de flamme et d'un intégrateur ou de tout autre système d'acquisition et de gestion des données pouvant mesurer les aires ou les hauteurs de pic et équipé d'un dispositif automatique d'échantillonnage ou des appareils nécessaires pour l'injection manuelle de l'échantillon.
5. 2. Injecteur de type split/splitless
5. 3. Colonne chromatographique capillaire présentant, à titre d'exemple, les caractéristiques suivantes:
longueur: 50 m,
diamètre intérieur: 0,32 mm,
épaisseur du film: 0,2 μm,
phase stationnaire: type FFAP — polymère poreux à liaison croisée polyéthylène glycol TPA modifié.
5. 4. Matériels de laboratoire d'usage courant: verrerie jaugée de précision A, balance de laboratoire (précision: ± 0,1 mg).
6. Conditions opératoires de la chromatographie en phase gazeuse
Le type et les dimensions de la colonne ainsi que les conditions opératoires de la chromatographie en phase gazeuse doivent permettre une bonne séparation entre l'anéthole et l'étalon interne ainsi qu'avec tout composé susceptible d'interférer. Les conditions opératoires types pour la colonne présentée à titre d'exemple au point 5.3 sont les suivantes:
6. 1. gaz vecteur: hélium de qualité analytique
6. 2. débit: 2 ml/mn
6. 3. température de l'injecteur: 250 °C
6. 4. température du détecteur: 250 °C
6. 5. conditions de température du four: palier isotherme à 180 °C pendant 10 minutes
6. 6. volume d'injection: 1 μl, split 1:40.
7. Échantillons
Les échantillons doivent être entreposés à température ambiante, à l'abri de la lumière et du froid.
8. Mode opératoire
8. 1. Recherche de la présence éventuelle d'estragole dans l'échantillon
Pour vérifier que l'échantillon ne contient pas naturellement de l'estragole, il convient de réaliser une analyse témoin sans addition d'étalon interne. S'il est avéré que l'échantillon contient naturellement de l'estragole, il y a lieu de choisir un autre étalon interne (par exemple, le menthol).
Introduire à la pipette 2 ml d'échantillon dans une fiole jaugée de 20 ml et porter au volume à l'aide d'éthanol à 45 % vol (point 4.4). Mélanger soigneusement.
8. 2. Préparation des échantillons inconnus
Introduire à la pipette 2 ml d'échantillon dans une fiole jaugée de 20 ml, puis ajouter 2 ml de solution étalon interne B (point 4.5.2) et porter au volume à l'aide d'éthanol à 45 % vol. (point 4.4). Mélanger soigneusement.
8. 3. Analyse témoin
Introduire à la pipette 2 ml de solution étalon interne B (point 4.5.2) dans une fiole jaugée de 20 ml et porter au volume à l'aide d'éthanol à 45 % vol (point 4.4). Mélanger soigneusement.
8. 4. Test de linéarité
Avant l'analyse, la linéarité de la réponse du détecteur à ionisation de flamme doit être vérifiée en analysant successivement en triple chacune des solutions titrées servant à contrôler la linéarité (point 4.5.3).
À partir des aires ou hauteurs de pic de l'intégrateur, pour chaque injection, représenter graphiquement la concentration en g/l de la solution mère correspondante en fonction du rapport R.
Raire ou hauteur de pic du trans-anéthole divisée par l'aire ou la hauteur de pic de l'estragole.
On doit obtenir un tracé linéaire.
8. 5. Détermination
Injecter la solution témoin (point 8.3), puis la solution étalon C (point 4.5.4), puis l'un des étalons de linéarité (point 4.5.3) qui servira d'échantillon de contrôle de qualité (à choisir éventuellement en référence à la concentration probable de trans-anéthole dans l'échantillon inconnu), suivi de 5 échantillons inconnus (point 8.2). Pour assurer la stabilité analytique, intercaler un échantillon de contrôle de la linéarité (contrôle de la qualité) après chaque série de cinq échantillons inconnus.
9. Calcul du facteur de réponse
Mesurer soit les aires de pic (à l'aide d'un intégrateur ou d'un autre système d'acquisition et de gestion des données), soit les hauteurs de pic (par intégration manuelle) du trans-anéthole et de l'étalon interne.
9. 1. Calcul du facteur de réponse (RFi)
Le facteur de réponse est calculé de la manière suivante:
RFi(Ciaire ou hauteuri)*(aire ou hauteurisCis)
où:
Ciest la concentration en trans-anéthole de la solution étalon A (point 4.5.1)
Cisest la concentration en étalon interne de la solution étalon B (point 4.5.2)
aire iest l'aire (ou la hauteur) de pic du trans-anéthole
aire isest l'aire (ou la hauteur) de pic de l'étalon interne
Le RFi est calculé à partir des cinq échantillons de la solution C (point 4.5.4).
9. 2. Analyse des solutions titrées servant à contrôler la linéarité de la réponse du détecteur à ionisation de flamme
Injecter les solutions de contrôle de la linéarité (point 4.5.3).
9. 3. Analyse de l'échantillon
Injecter la solution d'échantillon inconnu (point 8.2)
10. Calcul des résultats
La formule à utiliser pour le calcul de la concentration de trans-anéthole est la suivante:
ciCis*(aire ou hauteuriaire ou hauteuris)*Rfi
où:
ciest la concentration inconnue de trans-anéthole
Cisest la concentration en étalon interne de l'échantillon inconnu (point 4.5.2)
aire ou hauteuriest l'aire ou la hauteur de pic du trans-anéthole
aire ou hauteurisest l'aire (ou la hauteur) de pic de l'étalon interne
RFiest le coefficient de réponse (calculé comme indiqué au point 9.1)
La teneur en trans-anéthole est exprimée en gramme(s) par litre, avec une décimale.
11. Assurance et contrôle de la qualité
Les chromatogrammes doivent présenter une bonne séparation entre l'anéthole et l'étalon interne ainsi qu'avec toute autre substance susceptible d'interférer. La valeur de RFi est calculée à partir des résultats correspondant aux cinq injections de solution C (point 4.5.4). Si le coefficient de variation (CV % = (écart type/moyenne)*100) se situe autour de 1 %, la valeur moyenne du facteur de réponse RFi est acceptable.
L'équation visée ci-dessus doit être utilisée pour calculer la concentration en trans-anéthole de l'échantillon choisi pour le contrôle de qualité parmi les solutions de contrôle de la linéarité (point 4.5.3).
Si les résultats moyens calculés à partir de l'analyse de la solution de contrôle de la linéarité choisie comme étalon interne de contrôle de qualité se situent autour de 2,5 % de leur valeur théorique, les résultats obtenus pour les échantillons inconnus sont jugés acceptables.
12. Traitement des échantillons de spiritueux à forte teneur en sucre et des échantillons de liqueur avant analyse par chromatographie en phase gazeuse
Extraction d'alcool à partir d'une boisson spiritueuse à forte teneur en sucres, afin de déterminer sa teneur en trans-anéthole par chromatographie capillaire en phase gazeuse.
12. 1. Principe
On prélève une partie aliquote de l'échantillon de liqueur, à laquelle on ajoute l'étalon interne, à une concentration similaire à celle de l'analyte (trans-anéthole) présent dans la liqueur. On ajoute ensuite du dodécahydrate de phosphate de sodium et du sulfate d'ammonium anhydre. Le mélange est alors bien remué et réfrigéré. Deux phases se séparent et la phase alcoolique supérieure est récupérée. Une partie aliquote de cette phase alcoolique est prélevée et diluée à l'aide d'une solution d'éthanol à 45 % vol (point 4.4). Il convient de noter qu'on n'ajoute pas d'étalon interne à ce stade, puisque cela a déjà été fait. La solution obtenue est prête à être analysée par chromatographie en phase gazeuse.
12. 2. Réactifs et matériaux
Au cours de l'extraction, utiliser uniquement des réactifs d'une pureté supérieure à 99 %.
12. 2.1. Sulfate d'ammonium anhydre (CAS 7783-20-2)
12. 2.2. Dodécahydrate de phosphate de sodium dibasique (CAS 10039-32-4).
12. 3. Appareillage et équipements
Fioles coniques, flacons séparateurs, réfrigérateur.
12. 4. Mode opératoire
12. 4.1. Recherche d'estragole dans l'échantillon
Pour vérifier que l'échantillon ne contient pas d'estragole d'origine naturelle, il convient d'analyser un prélèvement témoin (point 12.6.2) sans addition d'étalon interne. S'il est avéré que l'échantillon contient naturellement de l'estragole, il y a lieu de choisir un autre étalon interne.
12. 4.2. Extraction
Introduire à la pipette 5 ml d'éthanol à 96 % vol (point 4.1) dans une fiole conique, puis y ajouter successivement 50 mg d'étalon interne (point 4.3) et 50 ml d'échantillon. Ajouter 12 g de sulfate d'ammonium anhydre (point 12.2.1) et 8,6 g de dodécahydrate de phosphate de sodium dibasique (point 12.2.2). Boucher la fiole conique.
Agiter la fiole pendant au moins trente minutes. Il est possible d'utiliser un dispositif d'agitation mécanique, mais pas un agitateur magnétique à revêtement en téflon, car le téflon absorbe une partie de l'analyte. Noter que les sels ajoutés ne se dissoudront pas complètement.
Placer la fiole bouchée dans un réfrigérateur (T < 5 °C) pendant au moins deux heures.
Après cela, on devrait observer deux couches distinctes en phase liquide et un résidu solide. La couche d'alcool doit être claire; si ce n'est pas le cas, remettre la fiole au froid jusqu'à ce qu'on observe une séparation nette.
Une fois obtenue une couche d'alcool claire, en prélever avec précaution une partie aliquote (10 ml, par exemple), en ayant soin de ne pas troubler la couche aqueuse, puis la verser dans un flacon en verre ambré et reboucher soigneusement.
12. 4.3. Préparation de l'extrait d'échantillon à analyser
Attendre que l'extrait (point 12.4.2) soit à température ambiante.
Prélever 2 ml de la couche d'alcool de l'extrait d'échantillon à température ambiante, l'introduire à la pipette dans une fiole jaugée de 20 ml, porter au volume à l'aide d'éthanol à 45 % vol (point 4.4) et mélanger soigneusement.
12. 5. Détermination
Suivre la procédure exposée au point 8.5.
12. 6. Calcul des résultats
Utiliser la formule suivante pour calculer les résultats:
Ci( misV)*(aireiaireis)*Rfi
où:
misest la masse d'étalon interne (point 4.3) prélevé (point 12.4.2), exprimée en milligrammes
Vest le volume de l'échantillon inconnu (50 ml)
RFiest le facteur de réponse (point 9.1)
aireiest l'aire de pic du trans-anéthole
aireisest l'aire de pic de l'étalon interne
Les résultats sont exprimés en grammes par litre, avec une décimale.
12. 7. Assurance et contrôle de la qualité
Suivre la procédure exposée au point 11.
13. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
Résultats statistiques de l'essai interlaboratoires
Les tableaux visées ci-après exposent les valeurs concernant l'anéthole.
Les données présentées proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures agréées au niveau international.
| Année de l'essai interlaboratoires: | 1998
| Nombre de laboratoires: | 16
| Nombre d'échantillons: | 10
| Analyte: | anéthole
Pastis:
| Échantillons | A | B | C | D | E | F
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 15 | 15 | 15 | 13 | 16 | 16
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 1 | 1 | 1 | 3 | — | —
| Nombre de résultats acceptés | 30 | 30 | 30 | 26 | 16 | 16
| Valeur moyenne g/l | 1,477 | 1,955 | 1,940 | 1,833 | 1,741 | 1,754
| Écart type de répétabilité (Sr) g/l | 0,022 | 0,033 | 0,034 | 0,017 | — | —
| Écart type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 1,5 | 1,7 | 1,8 | 0,9 | — | —
| Limite de répétabilité (r) g/l | 0,062 | 0,093 | 0,096 | 0,047 | — | —
| Écart type de reproductibilité (SR) g/l | 0,034 | 0,045 | 0,063 | 0,037 | 0,058 | 0,042
| Écart type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 2,3 | 2,3 | 3,2 | 2,0 | 3,3 | 2,4
| Limite de reproductibilité (R) g/l | 0,094 | 0,125 | 0,176 | 0,103 | 0,163 | 0,119
Types d'échantillons
Apastis, doubles en aveugle
Bpastis, doubles en aveugle
Cpastis, doubles en aveugle
Dpastis, doubles en aveugle
Epastis, échantillon unique
Fpastis, échantillon unique
Autres boissons spiritueuses anisées:
| Échantillons | G | H | I | J
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 16 | 14 | 14 | 14
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | — | 2 | 1 | 1
| Nombre de résultats acceptés | 32 | 28 | 28 | 28
| Valeur moyenne g/l | 0,7780,530 (*) | 1,742 | 0,351 | 0,599
| Écart type de répétabilité (Sr) g/l | 0,020 | 0,012 | 0,013 | 0,014
| Écart type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 3,1 | 0,7 | 3,8 | 2,3
| Limite de répétabilité (r) g/l | 0,056 | 0,033 | 0,038 | 0,038
| Écart type de reproductibilité (SR) g/l | 0,031 | 0,029 | 0,021 | 0,030
| Écart type relatif de répétabilité (RSDR) (%) | 4,8 | 1,6 | 5,9 | 5,0
| Limite de reproductibilité (R) g/l | 0,088 | 0,080 | 0,058 | 0,084
Types d'échantillons
Gouzo, doubles, à deux niveaux de concentration (*)
Hanis, doubles en aveugle
Iliqueur anisée, doubles
Jliqueur anisée, doubles.
VI. ACIDE GLYCYRRHIZIQUE. DOSAGE DE L'ACIDE GLYCYRRHIZIQUE PAR CHROMATOGRAPHIE LIQUIDE À HAUTE PERFORMANCE
1. Domaine d'application
Cette méthode convient au dosage de l'acide glycyrrhizique dans les boissons spiritueuses anisées par chromatographie liquide à haute performance. Le règlement (CEE) no 1576/89 précise qu'une boisson spiritueuse relevant de la dénomination «Pastis» doit présenter une teneur en acide glycyrrhizique comprise entre 0,05 g/l et 0,5 g/l.
2. Références normatives
ISO 3696: 1987 Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécifications et méthodes d'essai
3. Principe
La teneur en acide glycyrrhizique est déterminée en utilisant la chromatographie liquide à haute performance (CLHP) avec détection UV. Après filtration, on injecte séparément, directement dans le système CLHP, une solution étalon et l'échantillon test.
4. Réactifs et matériaux
Au cours de l'analyse, on utilise exclusivement des réactifs adaptés à la chromatographie liquide à haute performance, de l'éthanol absolu et une eau de classe 3, répondant à la définition de la norme ISO 3696.
4. 1.
Éthanol à 96 % vol (CAS 64-17-5)
4. 2.
Glycyrrhizinate monoammoniacal, C42H62O16.NH3 (sel d'acide glycyrrhizique monoammoniacal)
(Masse molaire: 839,98) (CAS 53956-04-0): pureté minimale de 90 %
(Masse molaire de l'acide glycyrrhizique: 822,94)
4. 3.
Acide acétique cristallisable CH3COOH, (CAS 64-19-7)
4. 4.
Méthanol CH3OH (CAS 67-56-1)
4. 5.
Éthanol à 50 % vol
Pour 1 000 ml à 20 °C:
— éthanol à 96 % vol (point 4.1): 521 ml
— eau (point 2.0): 511 ml.
4. 6. Préparation des solutions d'élution pour chromatographie liquide à haute performance
4. 6.1. Solvant d'élution A (exemple)
80 volumes d'eau (point 2.0)
20 volumes d'acide acétique (point 4.3)
Dégazer le solvant d'élution durant cinq minutes.
NB:
si l'eau utilisée n'est pas microfiltrée, il est souhaitable de filtrer le solvant d'élution à l'aide d'un filtre pour solvants organiques dont le diamètre des pores est inférieur ou égal à 0,45 μm.
4. 6.2. Solvant d'élution B
Méthanol (point 4.4)
4. 7. Préparation des solutions étalons
Toutes les solutions étalons doivent être renouvelées tous les deux mois.
4. 7.1. Solution de référence C
Peser, à 0,1 mg près, 25 mg de glycyrrhizinate monoammoniacal (point 4.2) dans une fiole jaugée de 100 ml. Dissoudre le glycyrrhizinate monoammoniacal dans de l'éthanol à 50 % vol (point 4.5). Après dissolution, compléter au trait de jauge avec une nouvelle quantité d'éthanol à 50 % vol (point 4.5).
Filtrer à l'aide d'un filtre pour solvants organiques.
4. 7.2. Solutions étalons (utilisées pour vérifier la linéarité de la réponse des instruments)
Préparer une solution mère en pesant à 0,1 mg près, 100 mg de glycyrrhizinate monoammoniacal dans une fiole jaugée de 100 ml. Ajouter un peu d'éthanol à 50 % vol et dissoudre le glycyrrhizinate monoammoniacal. Après dissolution, compléter au trait de jauge avec une nouvelle quantité d'éthanol à 50 % vol (point 4.5).
Préparer au moins quatre autres solutions correspondant à 0,05, 0,1, 0,25 et 0,5 g/l de glycyrrhizinate monoammoniacal en prélevant respectivement 5 ml, 10 ml, 25 ml et 50 ml de la solution mère dans des fioles jaugées séparées de 100 ml. Compléter ensuite au trait de jauge avec une nouvelle quantité d'éthanol à 50 % vol (point 4.5) et mélanger soigneusement.
Filtrer toutes les solutions à l'aide d'un filtre pour solvants organiques.
5. Appareillage et équipements
5. 1. Système de séparation
5. 1.1. Chromatographe en phase liquide à haute performance
5. 1.2. Système de pompage permettant l'obtention et le maintien d'un débit constant ou programmé à haute pression
5. 1.3. Système de détection par spectrophotométrie dans le domaine de l'UV, à régler sur une longueur d'onde de 254 nm
5. 1.4. Système de dégazage des solvants
5. 2.
Intégrateur-calculateur ou enregistreur fonctionnant en toute compatibilité avec l'ensemble du système
5. 3.
Colonne (exemple):
matériau: acier inoxydable ou verre
diamètre intérieur: 4 à 5 mm
longueur: 100 à 250 mm
phase stationnaire: silice greffée avec groupement fonctionnel octadécyle (C18), de préférence sphérique, de granulométrie égale au maximum à 5 μm
5. 4. Équipement de laboratoire
5. 4.1. Balance de laboratoire (précision: 0,1 mg)
5. 4.2. Verrerie jaugée de précision (classe A)
5. 4.3. Dispositif de filtration pour petits volumes sur micromembrane
6. Conditions de la chromatographie
6. 1. Caractéristiques d'élution (exemple):
— débit d'éluant: 1 ml/minute
— solvant A = 30 %
— solvant B = 70 %.
6. 2. Détection
— UV = 254 nm.
7. Mode opératoire
7. 1. Préparation de l'échantillon de boisson spiritueuse
Filtrer, si nécessaire, à travers un filtre pour solvants organiques (diamètre des pores égal à 0,45 μm).
7. 2. Détermination
Après stabilisation des conditions chromatographiques:
— injecter 20 μl de la solution de référence C (point 4.7.1)
— injecter 20 μl de l'échantillon test
— comparer les deux chromatogrammes obtenus. Identifier les pics de l'acide glycyrrhizique suivant leur temps de rétention. Mesurer leurs aires (ou hauteurs) et calculer la concentration en g/l, jusqu'à deux décimales, en appliquant l'équation suivante:
où:
cest la concentration d'acide glycyrrhizique en gramme(s) par litre dans la boisson spiritueuse analysée
Cest la concentration de glycyrrhizinate monoammoniacal en gramme(s) par litre dans la solution de référence
hest la surface (ou hauteur) du pic de l'acide glycyrrhizique de la boisson spiritueuse analysée
Hest la surface (ou hauteur) du pic de l'acide glycyrrhizique de la solution de référence
Pest la pureté du glycyrrhizinate monoammoniacal utilisé comme substance de référence (en %)
823est la masse molaire de l'acide glycyrrhizique
840est la masse molaire du glycyrrhizinate monoammoniacal.
8. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
Résultats statistiques de l'essai interlaboratoires
Le tableau visé ci-après présente les valeurs obtenues pour l'acide glycyrrhizique.
Les données présentées proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures agréées au niveau international.
| Année de l'essai interlaboratoires: | 1998
| Nombre de laboratoires: | 16
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | acide glycyrrhizique
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 13 | 14 | 15 | 16 | 16
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 3 | 2 | 1 | — | —
| Nombre de résultats acceptés | 26 | 28 | 30 | 32 | 32
| Valeur moyenne g/l | 0,046 | 0,092(*) 0,099 | 0,089 | 0,249 | 0,493
| Écart type de répétabilité (Sr) g/l | 0,001 | 0,001 | 0,001 | 0,002 | 0,003
| Écart type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 1,5 | 1,3 | 0,7 | 1,0 | 0,6
| Limite de répétabilité (r) g/l | 0,002 | 0,004 | 0,002 | 0,007 | 0,009
| Écart type de reproductibilité (SR) g/l | 0,004 | 0,007 | 0,004 | 0,006 | 0,013
| Écart type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 8,6 | 7,2 | 4,0 | 2,5 | 2,7
| Limite de reproductibilité (R) g/l | 0,011 | 0,019 | 0,010 | 0,018 | 0,037
Types d'échantillons
Apastis, doubles en aveugle
Bpastis, doubles, à deux niveaux de concentration (*)
Cpastis, doubles en aveugle
Dpastis, doubles en aveugle
Epastis, doubles en aveugle
VII. CHALCONES. MÉTHODE DE CHROMATOGRAPHIE LIQUIDE À HAUTE PERFORMANCE POUR VÉRIFIER LA PRÉSENCE DE CHALCONES DANS LE PASTIS
1. Champ d'application
Cette méthode convient pour déterminer si des boissons anisées contiennent ou non des chalcones. Les chalcones sont des substances colorantes naturelles de la famille des flavonoïdes présentes dans le bois de réglisse (Glycyrrhiza glabra).
Pour qu'une boisson spiritueuse anisée puisse être dénommée «Pastis», la présence de chalcones est obligatoire [règlement (CEE) no 1576/89].
2. Références normatives
ISO 3696: 1987, eau pour laboratoire à usage analytique — Spécifications et méthodes d'essai
3. Principe
Dans une solution d'extrait de réglisse de référence préparée à cet effet, on établit la présence ou l'absence de chalcones par chromatographie liquide à haute performance avec détection UV.
4. Réactifs et matériaux
Au cours de l'analyse, on utilise exclusivement des réactifs adaptés à la chromatographie liquide à haute performance. L'éthanol employé doit titrer 96 % vol. L'eau employée doit être exclusivement de classe 3 (conforme à la définition de la norme ISO 3696).
4. 1.
Éthanol à 96 % vol (CAS 64-17-5)
4. 2.
Acétonitrile CH3CN, (CAS 75-05-8)
4. 3.
Substance de référence: Glycyrrhiza glabra (réglisse)
Bois de réglisse (Glycyrrhiza Glabra) broyé grossièrement. Dimension moyenne des particules, de type «bâtonnet»: longueur 10 à 15 mm; épaisseur: 1 à 3 mm.
4. 4.
Acétate de sodium CH3COONa, (CAS 127-09-3)
4. 5.
Acide acétique cristallisable CH3COOH, (CAS 64-19-7)
4. 6. Préparation des solutions
4. 6.1. Éthanol à 50 % vol
Pour 1 000 ml à 20 °C:
— éthanol à 96 % vol (point 4.1): 521 ml
— eau (point 2.0): 511 ml.
4. 6.2. Solvant A: acétonitrile
Acétonitrile (point 4.2) de pureté analytique CLHP.
Dégazer
4. 6.3. Solvant B: 0,1 M d'une solution tampon d'acétate de sodium de pH 4,66
Dans une fiole jaugée, introduire 8,203 g d'acétate de sodium (point 4.4), ajouter 6,005 g d'acide acétique cristallisable (point 4.5) et porter à 1 000 ml avec de l'eau (point 2).
5. Préparation de l'extrait de référence de Glycyrrhiza glabra (point 4.3)
5. 1.
Peser 10 g de bois de réglisse broyé (Glycyrrhiza glabra, point 4.3) et les placer dans un ballon de distillation.
— Ajouter 100 ml d'éthanol à 50 % vol (point 4.6.1)
— Distiller sous reflux pendant une heure
— Filtrer
— Réserver le filtrat pour une utilisation ultérieure.
5. 2.
Récupérer l'extrait de bois de réglisse présent dans le filtre.
— Placer dans un ballon de distillation
— Ajouter 100 ml d'éthanol à 50 % vol (point 4.6.1).
— Distiller sous reflux pendant une heure
— Filtrer. Réserver le filtrat pour une utilisation ultérieure.
5. 3.
L'extraction du bois de réglisse doit être effectuée à trois reprises successives.
5. 4.
Réunir les trois filtrats.
5. 5.
Évaporer la phase solvant (du point 5.4) à l'aide d'un évaporateur de type rotatif.
5. 6.
Récupérer l'extrait résiduel (du point 5.5) à l'aide de 100 ml d'éthanol à 50 % vol (point 4.6.1).
6. Appareillage et équipements
6. 1. Système de séparation
6. 1.1. Chromatographe en phase liquide à haute performance
6. 1.2. Système de pompage permettant l'obtention et le maintien d'un débit constant ou programmé à haute pression
6. 1.3. Système de détection par spectrophotométrie dans l'UV/le visible, pouvant être réglé aux longueurs d'onde de 254 et 370 nm
6. 1.4. Système de dégazage des solvants
6. 1.5. Four à colonne pouvant être réglé à la température de 40 °C [± 0,1) °C]
6. 2.
Intégrateur-calculateur ou enregistreur dont les performances sont compatibles avec l'ensemble du système de séparation
6. 3. Colonne:
matériau: acier inoxydable ou verre
diamètre intérieur: 4 à 5 mm
phase stationnaire: silice greffée avec groupe fonctionnel dérivé octadécyle C 18, de granulométrie maximale 5 μm (phase greffée).
6. 4.
Matériel courant de laboratoire et notamment:
6. 4.1. balance analytique (précision: ± 0,1 mg)
6. 4.2. appareil de distillation équipé d'un condenseur à reflux comportant, à titre d'exemple:
— un ballon de 250 ml de capacité, à rodage normalisé
— un condenseur à reflux d'une longueur de 30 cm
— un dispositif de chauffage (toute pyrogénation des matières extractives doit être évitée à l'aide d'un dispositif approprié)
6. 4.3. Appareil d'évaporation de type rotatif
6. 4.4. Dispositif de filtration (entonnoir dit de Büchner, par exemple)
6. 5. Conditions de la chromatographie (à titre d'exemple)
6. 5.1. Caractéristiques d'élution solvant A (point 4.6.2)/solvant B (point 4.6.3):
— gradient de 20/80 (v/v) à 50/50 (v/v) en 15 minutes
— gradient de 50/50 (v/v) à 75/25 (v/v) en 5 minutes
— isocratique à 75/25 (v/v) durant 5 minutes
— stabilisation de la colonne entre deux injections
— isocratique 20/80 (v/v) durant 5 minutes.
6. 5.2. Débit d'éluant: 1 ml/minute
6. 5.3. Paramétrage du détecteur à UV
Le détecteur doit être réglé sur 370 nm pour détecter la présence de chalcones, puis sur 254 nm pour détecter l'acide glycyrrhizique.
NB:
le changement de longueur d'onde (de 370 nm à 254 nm) doit être effectué 30 s avant le début du pic d'élution de l'acide glycyrrhizique.
7. Mode opératoire
7. 1. Préparation de l'échantillon de boisson spiritueuse
Filtration à travers un filtre pour solvants organiques (diamètre des pores égal à 0,45 μm)
7. 2. Préparation de l'extrait résiduel de réglisse (point 5.6)
Avant analyse, procéder à une dilution au dixième dans de l'éthanol à 50 % vol (point 4.6.1).
7. 3. Détermination
7. 3.1. Injecter 20 μl de l'extrait de bois de réglisse préparé (point 7.2). Effectuer l'analyse dans les conditions chromatographiques décrites précédemment (point 6.5).
7. 3.2. Injecter 20 μl de l'échantillon test (boisson spiritueuse anisée, point 7.1). Effectuer l'analyse dans les conditions chromatographiques décrites précédemment (point 6.5).
7. 3.3. Comparer les deux chromatogrammes obtenus. Il doit exister une bonne similitude entre les deux chromatogrammes dans la zone de sortie des chalcones (au cours de la détection à 370 nm dans les conditions d'analyse décrites précédemment). Voir la figure 1.
8. Chromatogramme caractéristique d'un pastis
Figure 1
Chromatogramme réalisé selon la méthode décrite ci-dessus, montrant la présence de chalcones dans un pastis. Les pics 1 à 8 correspondent aux chalcones et le pic 9 à l'acide glycyrrhizique.
9. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
Résultats de l'essai interlaboratoires
Le tableau visé ci-après présente les caractéristiques de performance pour l'identification de la présence ou de l'absence de chalcones dans les pastis et les boissons spiritueuses anisées.
Les données présentées proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures agréées au niveau international.
| Année de l'essai interlaboratoires: | 1998
| Nombre de laboratoires: | 14
| Nombre d'échantillons | 11
| Analyte: | chalcones
| Échantillons | A | B | C | D | E | F
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 14 | 14 | 14 | 14 | 14 | 13
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | — | — | — | — | — | 1
| Nombre de résultats acceptés | 28 | 14 | 14 | 28 | 28 | 26
| Nombre de résultats révélant la présence de chalcones | 28 | 14 | 14 | 0 | 28 | 0
| Nombre de résultats révélant l'absence de chalcones | 0 | 0 | 0 | 28 | 0 | 26
| Pourcentage de résultats corrects (%) | 100 | 100 | 100 | 100 | 100 | 100
| Échantillons | G | H | I | J | K
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 14 | 14 | 14 | 14 | 14
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | — | — | — | — | —
| Nombre de résultats acceptés | 28 | 14 | 14 | 28 | 28
| Nombre de résultats révélant la présence de chalcones | 0 | 0 | 0 | 0 | 0
| Nombre de résultats révélant l'absence de chalcones | 28 | 14 | 14 | 28 | 28
| Pourcentage de résultats corrects (%) | 100 | 100 | 100 | 100 | 100
Types d'échantillons
Apastis, en double aveugle
Bpastis, échantillon unique
Cpastis, échantillon unique
D«pastis» (sans chalcones), en double aveugle
E«pastis» (sans chalcones), en double aveugle
Fliqueur anisée (sans chalcones), en double aveugle
Gliqueur anisée (sans chalcones), doubles en aveugle
Houzo (sans chalcones), échantillon unique
Iouzo (sans chalcones), échantillon unique
Janis (sans chalcones), doubles en aveugle
K«pastis» (sans chalcones), doubles en aveugle.
VIII. SUCRES TOTAUX
1. Champ d'application
La méthode CLHP-IR permet de doser les sucres totaux (exprimés en sucres invertis) dans les boissons spiritueuses à l'exclusion des liqueurs contenant des œufs et des produits laitiers.
Elle a été validée dans le cadre d'une étude interlaboratoires pour le pastis, l'anis distillé, la liqueur de cerises, la crème de (suivie du nom d'un fruit ou de la matière première utilisée) et la crème de cassis, à des niveaux compris dans une fourchette allant de 10,86 g/l à 509,7 g/l. Toutefois, la linéarité de la réponse de l'instrument a été démontrée pour des concentrations comprises entre 2,5 g/l et 20,0 g/l.
Cette méthode n'est pas conçue pour doser de faibles niveaux de sucres.
2. Références normatives
ISO 3696:1987. Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécifications et méthodes d'essai.
3. Principe
Analyses par chromatographie liquide à haute performance de solutions de sucre afin de déterminer leur concentration en glucose, fructose, saccharose, maltose et lactose.
Cette méthode utilise une phase stationnaire d'alkylamine, et la détection à l'aide d'un réfractomètre différentiel est citée à titre d'exemple. L'utilisation de résines échangeuses d'anions pour la phase stationnaire serait également possible.
4. Réactifs et matériaux
4. 1.
Glucose (CAS 50-99-7), d'une pureté d'au moins 99 %.
4. 2.
Fructose (CAS 57-48-7), d'une pureté d'au moins 99 %.
4. 3.
Saccharose (CAS 57-50-1), d'une pureté d'au moins 99 %.
4. 4.
Lactose (CAS 5965-66-2), d'une pureté d'au moins 99 %.
4. 5.
Monohydrate de maltose (CAS 6363-53-7), d'une pureté d'au moins 99 %.
4. 6.
Acétonitrile pur (CAS 75-05-8) pour l'analyse CLHP.
4. 7.
Eau distillée ou déminéralisée, microfiltrée de préférence.
4. 8. Solvants (exemple)
Le solvant d'élution est composé de:
75 unités en volume d'acétonitrile (4.6),
25 unités en volume d'eau distillée (4.7).
Dégazer par barbotage d'hélium à faible débit pendant 5 à 10 minutes avant utilisation.
Si l'eau utilisée n'a pas été microfiltrée, il est recommandé de filtrer le solvant avec un filtre pour solvants organiques d'un diamètre de pores inférieur ou égal à 0,45 μm.
4. 9.
Éthanol absolu (CAS 64-17-5).
4. 10.
Solution d'éthanol (5 %, v/v).
4. 11. Préparation de la solution mère étalon (20 g/l)
Peser 2 g de chacun des sucres à analyser (4.1 à 4.5), les transférer sans perte dans une fiole jaugée de 100 ml. (NB 2,11 g de monohydrate de maltose correspondent à 2 g de maltose).
Ajuster à 100 ml avec une solution d'alcool à 5 % vol. (4.10), agiter et stocker à environ + 4 °C. Préparer une nouvelle solution mère une fois par semaine.
4. 12. Préparation de solutions étalons de travail (2,5 g/l, 5,0 g/l, 7,5 g/l, 10,0 g/l et 20,0 g/l)
Diluer la solution mère, 20 g/l, (4.11) de manière adéquate avec une solution d'alcool de 5 % (4.10) pour obtenir cinq solutions standard de 2,5 g/l, 5,0 g/l, 7,5 g/l, 10,0 g/l et 20,0 g/l. Filtrer avec un filtre d'un diamètre de pores inférieur ou égal à 0,45 μm (5.3).
5. Appareil et équipement
5. 1. Système CLHP capable de réaliser le retour à la ligne de base de l'ensemble des sucres.
5. 1.1.
Chromatographe liquide à haute performance avec une vanne d'injection à six voies munie d'une boucle de 10 μl ou de tout autre dispositif, automatique ou manuel, pour l'injection fiable de microvolumes.
5. 1.2.
Système de pompage permettant l'obtention et le maintien d'un débit constant ou programmé avec une grande précision.
5. 1.3.
Réfractomètre différentiel.
5. 1.4.
Intégrateur-calculateur ou enregistreur fonctionnant en toute compatibilité avec l'ensemble du système.
5. 1.5.
Précolonne:
il est recommandé de joindre une précolonne appropriée à la colonne d'analyse.
5. 1.6.
Colonne (exemple):
| Matériau: | acier inoxydable ou verre.
| Diamètre interne: | 2 à 5 mm.
| Longueur: | 100 à 250 mm (en fonction de la taille des particules d'emballage), par exemple 250 mm pour des particules de 5 μm de diamètre.
| Phase stationnaire: | groupes fonctionnels d'alkylamine lié à de la silice, granulométrie maximale 5 μm.
5. 1.7.
Conditions de la chromatographie (exemple):
Solvant d'élution (4.8), débit: 1 ml/minute.
Détection: réfractomètrie différentielle.
Pour s'assurer que le détecteur est parfaitement stable, il convient de l'activer quelques heures avant l'emploi. La cellule de référence doit être remplie avec le solvant d'élution.
5. 2.
Balance d'analyse précise à 0,1 mg près.
5. 3.
Dispositif de filtration pour petits volumes utilisant une micromembrane de 0,45 μm.
6. Stockage de l'échantillon
Dès réception, les échantillons sont entreposés à température ambiante avant d'être analysés.
7. Procédure
7. 1. PARTIE A: préparation de l'échantillon
7. 1.1.
Secouer l'échantillon.
7. 1.2.
Filtrer l'échantillon avec un filtre d'un diamètre de pores inférieur ou égal à 0,45 μm (5.3).
7. 2. PARTIE B: CLHP
7. 2.1. Détermination
Injecter 10 μl des solutions étalons (4.12) et les échantillons (7.1.2). Effectuer l'analyse dans les conditions appropriées de chromatographie, par exemple celles décrites ci-dessus.
7. 2.2.
Si un échantillon présente un pic d'une surface (ou d'une hauteur) supérieure au pic correspondant à la solution étalon la plus concentrée, il convient de diluer l'échantillon avec de l'eau distillée et de procéder à une nouvelle analyse.
8. Calcul
Comparer les deux chromatogrammes obtenus pour la solution étalon et la boisson spiritueuse. Recenser les pics en fonction de leur temps de rétention. Mesurer leur surface (ou leur hauteur) pour calculer les concentrations par la méthode de référence externe. Tenir compte de toutes les dilutions opérées lors de la préparation de l'échantillon.
Le résultat final est la somme de saccharose, de maltose, de lactose, de glucose et de fructose, exprimée en sucre inverti en g/l.
Le sucre inverti est égal à la somme de tous les monosaccharides, moins les disaccharides présents, plus la quantité stœchiométrique de glucose et de fructose calculée à partir du saccharose présent.
Le sucre inverti (g/l)glucose (g/l) + fructose (g/l) + maltose (g/l) + lactose (g/l) + saccharose (g/l) × 1,05
1,05(poids moléculaire du fructose + poids moléculaire du glucose)/poids moléculaire du saccharose
9. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
9. 1. Résultats statistiques de l'essai interlaboratoires
Les données suivantes proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures établies au niveau international (1) (2).
| Année de l'essai interlaboratoires | 2000
| Nombre de laboratoires | 24
| Nombre d'échantillons | 8
(1) «Protocol for the Design, Conduct and Interpretation of Method- Performance Studies», Horwitz, W. (1995), Pure and Applied Chemistry 67, 332-343.
(2) Horwitz, W. (1982), «Analytical Chemistry 54, 67A-76A».
Tableau 1
Fructose, glucose, maltose
| Analyte | Fructose | Glucose | Maltose
| Échantillons (× 2) | Crème de cassis | Norme (50 g/l) | Boisson spiritueuse à l'anis | Crème de cassis | Norme (50 g/l) | Boisson spiritueuse à l'anis | Norme (10 g/l)
| Valeur moyenne (g/l) | 92,78 | 50,61 | 15,62 | 93,16 | 50,06 | 15,81 | 9,32
| Nombre de laboratoires sans cas extrêmes | 21 | 22 | 21 | 23 | 19 | 21 | 22
| Écart-type de répétabilité, sr (g/l) | 2,34 | 2,12 | 0,43 | 3,47 | 1,01 | 0,48 | 0,54
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 2,53 | 4,2 | 2,76 | 3,72 | 2,03 | 3,02 | 5,77
|
Limite de répétabilité, r (g/l)
(r = 2,8 × sr)
| 6,56 | 5,95 | 1,21 | 9,71 | 2,84 | 1,34 | 1,51
| Écart-type de reproductibilité, sr (g/l) | 7,72 | 3,13 | 0,84 | 9,99 | 2,7 | 0,88 | 1,4
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 8,32 | 6,18 | 5,37 | 10,72 | 5,4 | 5,54 | 15,06
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 21,62 | 8,76 | 2,35 | 27,97 | 7,57 | 2,45 | 3,93
Tableau 2
Saccharose
| Analyte | Saccharose
| Échantillons | Pastis | Ouzo | Liqueur de cerises | Crème de menthe | Crème de cassis | Norme (100 g/l)
| Valeur moyenne (g/l) | 10,83 |
29,2
19,7
| 103,33 | 349,96 | 319,84 | 99,83
| Nombre de laboratoires sans cas extrêmes | 19 | 19 | 20 | 18 | 18 | 18
| Écart-type de répétabilité, sr (g/l) | 0,09 | 0,75 | 2,17 | 5,99 | 4,31 | 1,25
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 0,81 | 3,07 | 2,1 | 1,71 | 1,35 | 1,25
|
Limite de répétabilité, r (g/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,25 | 2,1 | 6,07 | 16,76 | 12,06 | 3,49
| Écart-type de reproductibilité, sR (g/l) | 0,79 | 0,92 | 4,18 | 9,94 | 16,11 | 4,63
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 7,31 | 3,76 | 4,05 | 2,84 | 5,04 | 4,64
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 2,22 | 2,57 | 11,7 | 27,84 | 45,12 | 12,97
Tableau 3
Sucres totaux
(Remarque: Ces données ont été calculées pour les sucres totaux, et non pour le sucre inverti tel que défini au point 8).
| Échantillons | Pastis | Ouzo | Boisson spiritueuse à l'anis | Liqueur de cerises | Crème de menthe | Crème de cassis | Norme (220 g/l)
| Valeur moyenne (g/l) | 10,86 |
29,2
19,7
| 31,59 | 103,33 | 349,73 | 509,69 | 218,78
| Nombre de laboratoires sans cas extrêmes | 20 | 19 | 20 | 20 | 18 | 18 | 19
| Écart-type de répétabilité, sr (g/l) | 0,13 | 0,75 | 0,77 | 2,17 | 5,89 | 5,59 | 2,71
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 1,16 | 3,07 | 2,45 | 2,1 | 1,69 | 1,1 | 1,24
|
Limite de répétabilité, r (g/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,35 | 2,1 | 2,17 | 6,07 | 16,5 | 15,65 | 7,59
| Écart-type de reproductibilité, sR (g/l) | 0,79 | 0,92 | 1,51 | 4,18 | 9,98 | 14,81 | 8,53
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 7,25 | 3,76 | 4,79 | 4,04 | 2,85 | 2,91 | 3,9
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 2,21 | 2,57 | 4,24 | 11,7 | 27,94 | 41,48 | 23,89
IX. JAUNE D'ŒUF. DÉTERMINATION DE LA TENEUR EN JAUNE D'ŒUF DES BOISSONS SPIRITUEUSES PAR LA MÉTHODE PHOTOMÉTRIQUE
1. Champ d'application
Cette méthode convient pour la détermination d'une teneur en jaune d'œuf de 40 à 250 g/l dans les liqueurs à base d'œuf et les liqueurs aux œufs.
2. Références normatives
ISO 3696:1897 Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécification et méthodes d'essai
3. Principe
Les composés phosphorés solubles dans l'éthanol, présents dans le jaune d'œuf, sont extraits et déterminés par voie photométrique sous forme de complexe molybdate de phosphore.
4. Réactifs
4. 1. Eau bidistillée
4. 2. Terre d'infusoires
4. 3. Éthanol 96 % vol (CAS 64-17-5)
4. 4. Solution à 15 % d'acétate de magnésium (CAS 16674-78-5)
4. 5. Acide sulfurique à 10 % (CAS 7664-93-9)
4. 6. Acide sulfurique 1N
4. 7. Solution de dihydrogénophosphate de potassium (CAS 778-77-0), KH2PO4, à 0,16 g/l
4. 8. Réactif pour la détermination du phosphate:
20 g de molybdate d'ammonium (CAS 12054-85-2), (NH4)6Mo7O24.4H2O sont dissous dans 400 ml d'eau à 50 °C.
Dans un autre récipient, dissoudre 1 g de vanadate d'ammonium (CAS 7803-55-6), NH4VO3, dans 300 ml d'eau chaude et l'on ajoute, après refroidissement, 140 ml d'acide nitrique concentré (CAS 7697-37-2). Les solutions refroidies sont réunies dans une fiole jaugée de 1 000 ml et complétées jusqu'au repère volumétrique.
5. Appareillage et matériel
5. 1. Fiole conique de 100 ml
5. 2. Bain ultrasonique (ou agitateur magnétique)
5. 3. Fiole conique de 100 ml
5. 4. Bain-marie à 20 °C
5. 5. Filtre (Whatman no 4 ou équivalent)
5. 6. Creuset de porcelaine (ou de platine)
5. 7. Bain-marie bouillant
5. 8. Plaque chauffante
5. 9. Four à moufle
5. 10. Fiole jaugée de 50 ml
5. 11. Fiole jaugée de 20 ml
5. 12. Spectrophotomètre réglé sur 420 nm
5. 13. Cuvette de 1 cm.
6. Échantillons
Les échantillons sont entreposés à température ambiante avant d'être analysés.
7. Mode opératoire
7. 1. Préparation des échantillons
7. 1.1. On introduit 10 g d'échantillon dans une fiole conique de 100 ml (point 5.1).
7. 1.2. 70 ml d'éthanol y sont ajoutés progressivement et par petites fractions, en remuant bien à chaque addition. Le mélange est placé dans un bain ultrasonique (point 5.2) pendant 15 minutes [ou remué à l'aide d'un agitateur magnétique (point 5.2) pendant 10 minutes, à température ambiante].
7. 1.3. Le contenu de la fiole est transvasé dans une fiole jaugée de 100 ml (point 5.3) et additionné des volumes d'éthanol utilisés pour le rinçage (point 4.3). Compléter avec de l'éthanol (point 4.3) jusqu'au trait de jauge, puis placer les fioles dans un bain-marie à 20 ° C (point 5.4). Toujours à 20 °C, ajuster au trait de jauge.
7. 1.4. Filtrer (point 5.5) après addition d'une petite quantité de terre d'infusoires (point 4.2), en rejetant les 20 premiers millilitres.
7. 1.5. Transvaser 25 ml du filtrat ainsi obtenu dans un creuset de porcelaine ou de platine (point 5.6). Le filtrat doit ensuite être concentré par évaporation douce au bain-marie (point 5.7), après addition de 5 ml d'une solution d'acétate de magnésium à 15 % (point 4.4).
7. 1.6. Placer les creusets sur une plaque chauffante (point 5.8) et les laisser à chauffer jusqu'à ce qu'ils soient à peine secs.
7. 1.7. Le résidu sec calciné est porté à l'incandescence dans un four à moufle (point 5.9) réglé sur une température de 600 °C, et ce jusqu'à l'obtention de cendres blanches. L'opération dure au minimum 1 heure et demie, mais peut se prolonger toute une nuit.
7. 1.8. Les cendres sont reprises à l'aide de 10 ml d'acide sulfurique à 10 % (point 4.5) et transférées au moyen de rinçages d'eau distillée (point 4.1) dans une fiole jaugée de 50 ml (point 5.10). Celle-ci est complétée avec de l'eau distillée jusqu'au repère volumétrique, à température ambiante. Une partie aliquote de 5 ml de cette solution de cendre est réservée à la préparation de la solution test à utiliser pour le dosage photométrique des phosphates.
7. 2. Dosage photométrique des phosphates
7. 2.1. Solution comparative
7. 2.1.1. Introduire 10 ml d'acide sulfurique à 10 % (point 4.5) dans une fiole jaugée de 50 ml (point 5.10) et compléter jusqu'au repère volumétrique à l'aide d'eau distillée (point 4.1).
7. 2.1.2. Dans une fiole jaugée de 20 ml (point 5.11), introduire une partie aliquote de 5 ml de cette solution (point 7.2.1.1), puis ajouter 1 ml d'acide sulfurique 1 N (point 4.6) et 2 ml de réactif au phosphate (point 4.8). Porter à l'aide d'eau distillée (point 4.1) jusqu'à un volume de 20 ml.
7. 2.1.3. Fermer sans enfoncer hermétiquement le bouchon, agiter et chauffer pendant 10 mn dans un bain d'eau à ébullition (point 5.7), puis laisser refroidir pendant 20 minutes dans un bain-marie à 20 °C (point 5.4).
7. 2.1.4. Verser la solution comparative ainsi obtenue dans une cuvette de 1 cm (point 5.13).
7. 2.2. Solution d'échantillon
7. 2.2.1. Dans une fiole jaugée de 20 ml (point 5.11), introduire une partie aliquote de 5 ml de la solution de cendres (point 7.1.8), puis ajouter 1 ml d'acide sulfurique 1 N (point 4.6) et 2 ml de réactif au phosphate (point 4.8). Porter à l'aide d'eau distillée (point 4.1) jusqu'à un volume de 20 ml.
7. 2.2.2. Fermer sans enfoncer hermétiquement le bouchon, agiter et chauffer pendant 10 mn dans un bain d'eau à ébullition (point 5.7), puis laisser refroidir pendant 20 minutes dans un bain-marie à 20 °C (point 5.4).
7. 2.2.3. La solution jaune qui se forme est placée dans une cuvette de 1 cm (point 5.13) et fait immédiatement l'objet, dans un spectrophotomètre à 420 nm (point 5.12), d'une analyse comparée avec la solution de référence (point 7.2.1.4).
7. 2.3. Courbe d'étalonnage
7. 2.3.1. Pour établir la courbe d'étalonnage, introduire des parties aliquotes de 2 ml du réactif au phosphate (point 4.8) dans des fioles volumétriques de 20 ml (point 5.11) contenant chacune 1 ml d'acide sulfurique 1 N (point 4.6) et, respectivement, 0, 2, 4, 6, 8, et 10 ml de solution de dihydrogénophosphate de potassium (point 4.7). Compléter à l'aide d'eau distillée (point 4.1) jusqu'au repère volumétrique des 20 ml.
7. 2.3.2. Fermer sans enfoncer hermétiquement le bouchon, agiter et chauffer pendant 10 mn dans un bain d'eau à ébullition (point 5.7), puis laisser refroidir pendant 20 minutes dans un bain-marie à 20 °C (point 5.4). La solution est ensuite placée dans une cuvette de 1 cm (point 5.13) et fait l'objet, dans un spectrophotomètre à 420 nm (point 5.12), d'une analyse comparée avec la solution de référence (point 7.2.1.4).
7. 2.3.3. Établissement de la courbe d'étalonnage
| Solution de dihydrogénophosphate (ml) | 0 | 2 | 4 | 6 | 8 | 10
| P2O5 (mg) | 0 | 0,167 | 0,334 | 0,501 | 0,668 | 0,835
8. Expression des résultats
La teneur en jaune d'œuf, exprimée en g/l, est calculée selon la formule suivante:
où:
110est le facteur de conversion pour la quantité totale de P2O5 en g dans 100 g de jaune d'œuf
mg P2O5est la valeur déterminée par la courbe d'étalonnage
masse volumiqueest la masse volumique (en g/ml) de la liqueur aux œufs à la température de 20 ° C
Eest le poids de liqueur aux œufs en g
40est le facteur de dilution pour une partie aliquote de 5 ml de solution de cendres.
9. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
Résultats statistiques de l'essai interlaboratoires:
L tableau ci-après présente les valeurs obtenues pour le jaune d'œuf.
Les données présentées proviennent d'une étude internationale sur les performances de la méthode, réalisée conformément aux procédures agréées au niveau international.
| Année de l'essai interlaboratoires: | 1998
| Nombre de laboratoires: | 24
| Nombre d'échantillons: | 5
| Analyte: | jaune d'œuf
| Échantillons | A | B | C | D | E
| Nombre de laboratoires retenus après élimination des résultats aberrants | 19 | 20 | 22 | 20 | 22
| Nombre de résultats aberrants (laboratoires) | 3 | 4 | 2 | 4 | 2
| Nombre de résultats acceptés | 38 | 40 | 44 | 40 | 44
| Valeur moyenne | 147,3 | 241,1 | 227,4 | 51,9 (*)72,8 (*) | 191,1
| Écart type de répétabilité (Sr) g/l | 2,44 | 4,24 | 3,93 | 1,83 | 3,25
| Écart type relatif de répétabilité (RSDr) (%) | 1,7 | 1,8 | 1,8 | 2,9 | 1,7
| Limite de répétabilité (r) g/l | 6,8 | 11,9 | 11,0 | 5,1 | 9,1
| Écart type de reproductibilité (SR) g/l | 5,01 | 6,06 | 6,66 | 3,42 | 6,87
| Écart type relatif de reproductibilité (RSDR) (%) | 3,4 | 2,5 | 2,9 | 5,5 | 3,6
| Limite de reproductibilité (R) g/l | 14,0 | 17,0 | 18,7 | 9,6 | 19,2
Types d'échantillons:
AAdvocaat, doubles en aveugle
BAdvocaat, doubles en aveugle
CAdvocaat, doubles en aveugle
DAdvocaat (dilué), doubles, avec deux niveaux de concentration (*)
EAdvocaat, doubles en aveugle
X. DÉTERMINATION DES COMPOSÉS DE BOIS SUIVANTS DANS LES BOISSONS SPIRITUEUSES PAR CHROMATOGRAPHIE EN PHASE LIQUIDE À HAUTE PERFORMANCE (CLHP): FURFURAL, 5-HYDROXYMÉTHYLFURFURAL, 5-MÉTHYLFURFURAL, VANILLINE, SYRINGALDÉHYDE, CONIFÉRALDÉHYDE, SINAPALDÉHYDE, ACIDE GALLIQUE, ACIDE ELLAGIQUE, ACIDE VANILLIQUE, ACIDE SYRINGIQUE ET SCOPOLÉTINE
1. Champ d'application
La méthode a pour objet le dosage du furfural, du 5-hydroxyméthylfurfural, du 5-méthylfurfural, de la vanilline, de la syringaldéhyde, de la coniféraldéhyde, de la sinapaldéhyde, de l'acide gallique, de l'acide ellagique, de l'acide vanillique, de l'acide syringique et de la scopolétine par chromatographie en phase liquide à haute performance.
2. Références normatives
Méthode d'analyse reconnue par l'assemblée générale de l'Organisation internationale de la vigne et du vin (OIV) et publiée par l'OIV sous la référence OIV-MA-BS- 16: R2009.
3. Principe
Dosage par chromatographie en phase liquide à haute performance (CLHP), avec détection par spectrophotométrie UV à plusieurs longueurs d'ondes et par la spectrofluorimétrie.
4. Réactifs
Les réactifs doivent être de qualité analytique. L'eau utilisée doit être de l'eau distillée ou de l'eau ayant une pureté au moins équivalente. Il est préférable d'utiliser de l'eau microfiltrée d'une résistivité de 18,2 M Ω.cm.
4. 1.
Alcool à 96 % vol.
4. 2.
Méthanol de qualité CLHP (solvant B).
4. 3.
Acide acétique dilué à 0,5 % vol. (solvant A).
4. 4.
Phases mobiles (à titre d'exemple uniquement)
Solvant A (acide acétique à 0,5 %) et solvant B (méthanol pur). Filtrer à travers une membrane (porosité 0,45 μm). Dégazer dans une cuve à ultrasons, si nécessaire.
4. 5.
Étalons de référence d'une pureté minimale de 99 %: furfural, 5-hydroxyméthylfurfural, 5-méthylfurfural, vanilline, syringaldéhyde, coniféraldéhyde, sinapaldéhyde, acide gallique, acide ellagique, acide vanillique, acide syringique et scopolétine
4. 6.
Solution de référence: les substances étalons sont dissoutes dans une solution hydroalcoolique à 50 % vol. Les concentrations finales dans la solution de référence devraient être de l'ordre de:
furfural: 5 mg/l; 5-hydroxyméthylfurfural: 10 mg/l; 5-méthylfurfural: 2 mg/l; vanilline: 5 mg/l; syringaldéhyde: 10 mg/l; coniféraldéhyde: 5 mg/l; sinapaldéhyde: 5 mg/l; acide gallique: 10 mg/l; acide ellagique: 10 mg/l; acide vanillique: 5 mg/l; acide syringique: 5 mg/l; scopolétine: 0,5 mg/l.
5. Appareillage
Matériel courant de laboratoire
5. 1.
Un chromatographe en phase liquide à haute performance capable de fonctionner en mode gradient binaire et équipé des éléments suivants.
5. 1.1. Un détecteur spectrophotométrique capable de mesurer à des longueurs d'ondes comprises entre 260 et 340 nm. Toutefois, il est préférable de travailler avec un détecteur à longueurs d'ondes multiples à barrette de diodes par exemple pour pouvoir confirmer la pureté des pics.
5. 1.2. Un détecteur par spectrofluorimétrie — longueur d'onde d'excitation: 354 nm; longueur d'onde d'émission: 446 nm (pour le dosage fin de la scopolétine, qui est également détectable à 313 nm par spectrophotométrie).
5. 1.3. Un dispositif d'injection permettant d'introduire une prise d'essai de 10 ou 20 μl, par exemple.
5. 1.4. Une colonne pour chromatographie liquide à haute performance, du type RP C18, d'une granulométrie maximale de 5 μm.
5. 2.
Des seringues pour CLHP.
5. 3.
Un dispositif de filtration sur membrane de petits volumes.
5. 4.
Un calculateur-intégrateur ou enregistreur dont les performances sont compatibles avec l'ensemble de l'appareillage; il doit disposer, en particulier, de plusieurs canaux d'acquisition.
6. Procédure
6. 1. Préparation de la solution à injecter
La solution de référence et la boisson spiritueuse sont filtrées, le cas échéant, sur une membrane dont le diamètre des pores est de 0,45 μm au maximum.
6. 2.
Conditions opératoires chromatographiques: effectuer l'analyse à température ambiante avec l'équipement décrit au point 5.1 et en utilisant les phases mobiles (4.4) à un débit d'environ 0,6 ml par minute selon le gradient ci-dessous (donné à titre d'exemple uniquement)
Temps: 0 min 50 min 70 min 90 min
Solvant A (eau-acide): 100 % 60 % 100 % 100 %
Solvant B (méthanol): 0 % 40 % 0 % 0 %
Notez que, dans certains cas, il y a lieu de modifier ce gradient pour éviter des coélutions.
6. 3. Détermination
6. 3.1.
Injecter les étalons de référence séparément, puis mélangés.
Adapter les conditions opératoires de sorte que les facteurs de résolution des pics de tous les composés soient au moins égaux à 1.
6. 3.2.
Injecter l'échantillon tel qu'élaboré au point 6.1.
6. 3.3.
Mesurer la surface des pics dans la solution de référence et dans la boisson spiritueuse et calculer les concentrations.
7. Expression des résultats
Exprimer la concentration de chaque constituant en mg/l.
8. Caractéristiques de performance de la méthode (précision)
Les données suivantes ont été obtenues en 2009 à partir d'une étude internationale relative à la performance de la méthode sur différentes boissons spiritueuses, réalisée selon les procédures convenues au niveau international (1) (2).
8. 1. Furfural
| Analyte | Furfural
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 15 | 15 | 15 | 15 | 15 | 15
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 14 | 12 | 13 | 14 | 13 | 13
| Valeur moyenne (mg/l) | 2,9 | 1,2 | 1,7 | 10,6 | 15,3 | 13,9
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,04 | 0,05 | 0,04 | 0,18 | 0,23 | 0,20
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 1,4 | 4,5 | 2,3 | 1,7 | 1,5 | 1,5
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,1 | 0,2 | 0,1 | 0,5 | 0,6 | 0,6
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,24 | 0,18 | 0,09 | 1,4 | 0,49 | 0,69
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 8 | 15 | 5 | 13 | 3 | 5
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 0,7 | 0,5 | 0,3 | 3,8 | 1,4 | 1,9
8. 2. 5-Hydroxyméthylfurfural
| Analyte | 5-Hydroxyméthylfurfural
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 16 | 16 | 16 | 16 | 16 | 16
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 14 | 14 | 14 | 14 | 14 | 14
| Valeur moyenne (mg/l) | 5,0 | 11,1 | 9,4 | 33,7 | 5,8 | 17,5
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,09 | 0,09 | 0,09 | 0,42 | 0,07 | 0,13
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 1,7 | 0,8 | 1,0 | 1,3 | 1,2 | 0,8
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,2 | 0,3 | 0,3 | 1,2 | 0,2 | 0,4
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,39 | 1,01 | 0,50 | 4,5 | 0,4 | 1,6
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 8 | 9 | 5 | 13 | 7 | 9
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 1,1 | 2,8 | 1,4 | 12,5 | 1,1 | 4,6
8. 3. 5-Méthylfurfural
| Analyte | 5-Méthylfurfural
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 11 | 11 | 11 | 11 | 11 | 11
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 11 | 11 | 8 | 11 | 10 | 11
| Valeur moyenne (mg/l) | 0,1 | 0,2 | 0,1 | 0,5 | 1,7 | 0,8
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,01 | 0,01 | 0,02 | 0,02 | 0,03 | 0,07
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 10,7 | 6,1 | 13,6 | 4,7 | 2,0 | 10,0
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,0 | 0,0 | 0,1 | 0,1 | 0,1 | 0,2
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,03 | 0,04 | 0,03 | 0,18 | 0,20 | 0,26
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 35 | 18 | 22 | 39 | 12 | 35
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 0,1 | 0,1 | 0,1 | 0,5 | 0,6 | 0,7
8. 4. Vanilline
| Analyte | Vanilline
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 16 | 15 | 16 | 16 | 16 | 16
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 16 | 15 | 16 | 16 | 16 | 16
| Valeur moyenne (mg/l) | 0,5 | 0,2 | 1,2 | 1,2 | 3,2 | 3,9
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,03 | 0,02 | 0,06 | 0,11 | 0,11 | 0,09
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 6,8 | 9,6 | 4,6 | 8,9 | 3,5 | 2,3
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,1 | 0,1 | 0,2 | 0,3 | 0,3 | 0,3
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,09 | 0,06 | 0,18 | 0,27 | 0,41 | 0,62
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 19 | 25 | 15 | 22 | 13 | 16
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 0,3 | 0,2 | 0,5 | 0,8 | 1,2 | 1,7
8. 5. Syringaldéhyde
| Analyte | Syringaldéhyde
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 16 | 15 | 16 | 16 | 16 | 16
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 13 | 13 | 13 | 12 | 14 | 13
| Valeur moyenne (mg/l) | 1,0 | 0,2 | 4,8 | 3,2 | 10,5 | 9,7
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,03 | 0,02 | 0,04 | 0,08 | 0,10 | 0,09
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 2,6 | 8,1 | 0,8 | 2,6 | 0,9 | 0,9
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,1 | 0,1 | 0,1 | 0,2 | 0,3 | 0,3
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,08 | 0,07 | 0,23 | 0,19 | 0,39 | 0,43
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 8 | 33 | 5 | 6 | 4 | 4
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 0,2 | 0,2 | 0,7 | 0,5 | 1,1 | 1,2
8. 6. Coniféraldéhyde
| Analyte | Coniféraldéhyde
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 13 | 12 | 13 | 12 | 13 | 13
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 12 | 12 | 13 | 12 | 13 | 13
| Valeur moyenne (mg/l) | 0,2 | 0,2 | 0,6 | 0,8 | 4,6 | 1,3
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,02 | 0,02 | 0,03 | 0,03 | 0,09 | 0,06
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 9,2 | 9,8 | 4,6 | 4,3 | 1,9 | 4,5
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,04 | 0,04 | 0,07 | 0,09 | 0,24 | 0,16
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,04 | 0,04 | 0,11 | 0,18 | 0,38 | 0,25
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 23 | 27 | 21 | 23 | 8 | 19
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 0,1 | 0,1 | 0,3 | 0,5 | 1,1 | 0,7
8. 7. Sinapaldéhyde
| Analyte | Sinapaldéhyde
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 14 | 14 | 14 | 14 | 15 | 14
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 14 | 13 | 12 | 13 | 13 | 12
| Valeur moyenne (mg/l) | 0,3 | 0,2 | 0,2 | 1,6 | 8,3 | 0,3
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,02 | 0,01 | 0,02 | 0,06 | 0,14 | 0,03
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 7,5 | 4,6 | 11,2 | 3,7 | 1,6 | 11,4
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,06 | 0,03 | 0,06 | 0,17 | 0,38 | 0,08
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,09 | 0,05 | 0,08 | 0,20 | 0,81 | 0,18
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 31 | 27 | 46 | 13 | 10 | 73
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 0,2 | 0,2 | 0,2 | 0,6 | 2,3 | 0,5
8. 8. Acide gallique
| Analyte | Acide gallique
| Échantillon | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 16 | 15 | 16 | 16 | 16 | 16
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 15 | 14 | 16 | 16 | 16 | 16
| Valeur moyenne (mg/l) | 1,2 | 0,4 | 2,0 | 6,1 | 7,3 | 21,8
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,07 | 0,04 | 0,06 | 0,18 | 0,18 | 0,60
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 6,1 | 8,1 | 2,9 | 3,0 | 2,4 | 2,8
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,2 | 0,1 | 0,2 | 0,5 | 0,5 | 1,7
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,43 | 0,20 | 0,62 | 3,3 | 2,2 | 7,7
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 36 | 47 | 31 | 53 | 30 | 35
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 1,2 | 0,6 | 1,7 | 9,1 | 6,2 | 21,7
8. 9. Acide ellagique
| Analyte | Acide ellagique
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 7 | 7 | 7 | 7 | 7 | 7
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 7 | 7 | 7 | 7 | 7 | 6
| Valeur moyenne (mg/l) | 3,2 | 1,0 | 9,5 | 13 | 13 | 36
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,20 | 0,16 | 0,30 | 0,41 | 0,95 | 0,34
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 6,3 | 16 | 3,2 | 3,2 | 7,4 | 1,0
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,6 | 0,4 | 0,9 | 1,1 | 2,7 | 1,0
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 1,41 | 0,42 | 4,0 | 5,0 | 4,9 | 14
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 44 | 43 | 42 | 39 | 39 | 40
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 4,0 | 1,2 | 11 | 14 | 14 | 40
8. 10. Acide vanillique
| Analyte | Acide vanillique
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 15 | 15 | 15 | 15 | 15 | 15
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 12 | 11 | 14 | 14 | 15 | 14
| Valeur moyenne (mg/l) | 0,2 | 0,2 | 1,5 | 0,8 | 2,4 | 2,7
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,03 | 0,04 | 0,03 | 0,10 | 0,13 | 0,21
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 14,2 | 16,5 | 2,3 | 12,6 | 5,3 | 7,7
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,1 | 0,1 | 0,1 | 0,3 | 0,4 | 0,6
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,06 | 0,05 | 0,51 | 0,2 | 1,22 | 0,70
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 28 | 20 | 35 | 31 | 51 | 26
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 0,2 | 0,1 | 1,4 | 0,7 | 3,4 | 2,0
8. 11. Acide syringique
| Analyte | Acide syringique
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 16 | 15 | 16 | 16 | 16 | 16
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 16 | 15 | 15 | 15 | 16 | 15
| Valeur moyenne (mg/l) | 0,4 | 0,2 | 2,5 | 1,4 | 3,4 | 4,8
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,03 | 0,02 | 0,06 | 0,13 | 0,08 | 0,11
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 6,7 | 12,6 | 2,3 | 9,0 | 2,3 | 2,3
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,1 | 0,1 | 0,2 | 0,4 | 0,2 | 0,3
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,08 | 0,05 | 0,29 | 0,26 | 0,43 | 0,67
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 19 | 29 | 11 | 18 | 13 | 14
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 0,2 | 0,1 | 0,8 | 0,7 | 1,2 | 1,9
8. 12. Scopolétine
| Analyte | Scopolétine
| Échantillons | Whisky | Brandy | Rhum | Cognac 1 | Bourbon | Cognac 2
| Nombre de laboratoires participants | 10 | 10 | 10 | 10 | 10 | 10
| Nombre de résultats acceptés (laboratoires) | 9 | 8 | 9 | 8 | 8 | 8
| Valeur moyenne (mg/l) | 0,09 | 0,04 | 0,11 | 0,04 | 0,65 | 0,15
| Écart-type de répétabilité, sr (mg/l) | 0,0024 | 0,0008 | 0,0018 | 0,0014 | 0,0054 | 0,0040
| Écart-type relatif de répétabilité, RSDr (%) | 2,6 | 2,2 | 1,6 | 3,3 | 0,8 | 2,7
|
Limite de répétabilité, r (mg/l)
(r = 2,8 × sr)
| 0,007 | 0,002 | 0,005 | 0,004 | 0,015 | 0,011
| Écart-type de reproductibilité, sR (mg/l) | 0,01 | 0,01 | 0,03 | 0,01 | 0,09 | 0,02
| Écart-type relatif de reproductibilité, RSDR (%) | 15 | 16 | 23 | 17 | 15 | 15
|
Limite de reproductibilité, R (g/l)
(R = 2,8 × sR)
| 0,04 | 0,02 | 0,07 | 0,02 | 0,26 | 0,06
(1) «Protocol for the Design, Conduct and Interpretation of Method- Performance Studies», Horwitz, W. (1995), Pure and Applied Chemistry 67, 332-343.
(2) Horwitz, W. (1982), «Analytical Chemistry 54, 67A-76A».
XI. DÉTERMINATION DE LA TENEUR EN 14C DANS L’ÉTHANOL
1. Introduction
La détermination de la teneur en 14C dans l’éthanol permet de faire la distinction entre l’alcool issu de combustibles fossiles (dit alcool de synthèse) et l’alcool issu de matières premières récentes (dit alcool de fermentation).
2. Définition
La teneur en 14C dans l’éthanol est considérée comme la teneur en 14C déterminée à l’aide de la méthode décrite ici ou de la méthode C décrite dans la norme EN 16640.
La teneur naturelle de l’atmosphère en 14C (la valeur de référence), qui est assimilée par les plantes vivantes, n’est pas une valeur constante. La valeur de référence est donc déterminée dans l’éthanol issu de matières premières qui proviennent de la dernière période de végétation. Cette valeur annuelle de référence est déterminée conformément à la norme EN 16640. Toutefois, une autre valeur de référence peut être acceptée lorsqu’elle est certifiée par un organisme accrédité.
3. Principe
La teneur en 14C des échantillons contenant de l’alcool avec au moins 85 %mas d’éthanol est déterminée directement par comptage à scintillation liquide.
4. Réactifs
4. 1. Scintillateur au toluène
5,0 g 2,5-diphényloxazole (PPO)
0,5 g p-bis [4-méthyle-5-phényloxazole (2)]-benzène (diméthyle-POPOP) dans un litre de toluène de qualité pour analyse
Des scintillateurs au toluène de cette composition disponibles dans le commerce et prêts à l’emploi peuvent également être utilisés.
4. 2. 14C étalon
14C n-hexadécane avec une activité d’environ 1 × 106 dpm/g (environ 1,67 × 106 cBq/g) et une précision garantie de l’activité déterminée de ± 2 % rel.
4. 3. Éthanol exempt de 14C
Alcool de synthèse issu de matières premières d’origine fossile avec au moins 85 %mas d’éthanol, pour déterminer le bruit de fond.
4. 4. Alcool issu de matières premières récentes qui proviennent de la dernière période de végétation, avec au moins 85 %mas d’éthanol comme solution de référence.
5. Appareillage
5. 1. Spectromètre à scintillation liquide multi-canaux avec processeur et standardisation externe automatique et affichage du rapport étalon externe/canal (configuration habituelle: trois canaux de mesure et deux canaux étalon externes).
5. 2. Tubes compteurs à faible teneur en potassium adaptés au spectromètre, munis de bouchons filetés sombres qui intègrent une protection intérieure en polyéthylène.
5. 3. Pipettes volumétriques 10 ml.
5. 4. Doseur automatique 10 ml.
5. 5. Ballon à fond rond et col rodé 250 ml.
5. 6. Appareillage de distillation de l’alcool avec chauffe-ballon, par exemple de type Micko.
5. 7. Seringue microlitre 50 μl.
5. 8. Entonnoir pour pycnomètre, pycnomètres, 25 et 50 ml. Il convient d’autoriser les appareillages équivalents, notamment de densimétrie électronique, en tant que solutions de substitution.
5. 9. Thermostat avec une stabilité de température de ± 0,01 °C.
6. Mode opératoire
6. 1. Réglage de l’appareillage
Le réglage de l’appareillage se fait conformément aux instructions du fabricant. Les conditions de mesure sont optimales lorsque la valeur E2/B, dite facteur de mérite, est maximale.
E = efficiency (efficacité)
B = background (bruit de fond)
Seuls deux canaux de mesure sont optimisés. Le troisième canal de mesure est laissé totalement ouvert pour des raisons de contrôle.
6. 2. Sélection des tubes compteurs
Les tubes compteurs sont, dans un plus grand nombre que ce qui sera nécessaire par la suite, chacun remplis de 10 ml d’éthanol de synthèse exempt de 14C et de 10 ml de scintillateur au toluène. Ces tubes sont chacun mesurés pendant au moins 4 cycles de 100 minutes. Les tubes dont le bruit de fond s’écarte de plus de ± 1 % rel. de la moyenne sont éliminés. Seuls des tubes neufs et provenant d’un même lot sont utilisés.
6. 3. Détermination du rapport étalon externe/canal (REEC)
Lors du réglage des canaux (voir le point 6.1), le REEC est déterminé à l’aide du programme de calcul approprié lors de la détermination du coefficient d’efficacité. L’étalon externe utilisé est le césium137, qui est déjà intégré dans l’appareillage par le fabricant.
6. 4. Préparation de l’échantillon
Les échantillons qui présentent une teneur en éthanol d’au moins 85 %mas, qui sont exempts d’impuretés et qui absorbent à des longueurs d’ondes inférieures à 450 nm peuvent être mesurés. Le faible résidu en aldéhydes et en esters n’a pas d’effet perturbateur. La teneur en alcool de l’échantillon est préalablement déterminée avec une approximation de 0,1 %.
7. Mesure des échantillons avec un étalon externe
7. 1. Les échantillons de faible absorbance décrits au point 6.4 qui présentent une valeur REEC d’environ 1,8 peuvent être mesurés par le REEC, qui constitue une mesure pour le coefficient d’efficacité.
7. 2. Mesure
Dans chaque tube compteur contrôlé (sélectionné) pour le bruit de fond, introduire à la pipette 10 ml d’un échantillon préparé conformément au point 6.4 puis ajouter 10 ml de scintillateur au toluène à l’aide d’un doseur automatique. Les échantillons dans les tubes sont homogénéisés par des mouvements de rotation; le liquide ne doit pas mouiller la protection intérieure en polyéthylène du bouchon fileté. Un tube contenant de l’éthanol fossile exempt de 14C est préparé de la même manière pour mesurer le bruit de fond. Afin de vérifier la valeur annuelle de 14C, un doublon d’éthanol récent provenant de la dernière période de végétation est préparé: le contenu d’un tube compteur est mélangé avec un étalon interne, voir le point 8.
Les échantillons de contrôle et les échantillons pour bruit de fond sont placés au début de la série de mesures, laquelle ne doit pas comprendre plus de 10 échantillons d’analyse. La durée totale de mesure par échantillon est d’au moins 2 × 100 minutes, les échantillons individuels étant mesurés par étapes partielles de 100 minutes afin de pouvoir détecter toute dérive ou autre perturbation de l’appareillage. (Un cycle correspond ainsi à un intervalle de mesure de 100 minutes par échantillon).
Les échantillons pour bruit de fond et les échantillons de contrôle doivent être renouvelés toutes les quatre semaines.
Pour les échantillons dont l’absorbance est plutôt faible (REEC d’environ 1,8), l’efficacité n’est que peu influencée par la modification de cette valeur. Lorsque cette modification ne dépasse pas ± 5 % rel., la même efficacité peut être attendue. Pour les échantillons dont l’absorbance est encore plus faible, par exemple pour les alcools dénaturés, l’efficacité peut être calculée par la courbe dite de correction d’absorbance. En cas d’indisponibilité d’un programme de calcul approprié, l’étalon interne est utilisé et permet d’obtenir un résultat univoque.
8. Mesures des échantillons avec un étalon interne hexadécane 14C
8. 1. Mode opératoire
Les échantillons de contrôle et les échantillons pour bruit de fond (éthanol récent et fossile) ainsi que les solutions inconnues sont chacun mesurés en doublon. Dans un tube non sélectionné, préparer un échantillon du doublon puis ajouter une quantité dosée avec précision (30 μl) d’hexadécane 14C en tant qu’étalon interne (activité ajoutée d’environ 26 269 dpm/gC soit approximativement 43 782 cBq/gC). Se référer au point 7.2 pour la préparation et le temps de mesure des autres échantillons. Toutefois, le temps de mesure pour les échantillons avec l’étalon interne peut être réduit à environ cinq minutes par un préréglage à 105 impulsions. Un doublon de chacun des échantillons pour bruit de fond et des échantillons de contrôle est utilisé par série de mesures; ceux-ci sont placés au début de la série de mesures.
8. 2. Manipulation de l’étalon interne et des tubes compteurs
Afin d’éviter les contaminations lors des mesures avec les étalons internes, ceux-ci sont stockés et manipulés à bonne distance de la zone où les échantillons d’analyse sont préparés et mesurés. Après la mesure, les tubes pour bruit de fond peuvent être réutilisés. Les bouchons filetés et les tubes contenant les étalons internes sont jetés.
9. Expression des résultats
9. 1. L’unité de mesure de l’activité d’une substance radioactive est le becquerel; 1 Bq = 1 désintégration/sec.
La radioactivité spécifique est exprimée en becquerel par rapport à 1 gramme de carbone = Bq/gC.
Afin d’obtenir des résultats plus pratiques, ceux-ci doivent être exprimés en centi-becquerel: cBq/gC.
Les désignations et les formules utilisées dans les publications, basées sur les dpm, peuvent également être utilisées. Afin d’obtenir la valeur correspondante en centi-becquerel, il suffit de multiplier la valeur en dpm par le facteur 100/60.
9. 2. Expression des résultats avec un étalon externe
cBqg Ccpmpr – cpmNE ·1,918 ·100V · F · Z · 60
9. 3. Expression des résultats avec un étalon interne
cBqg Ccpmpr – cpmNE · dpmIS ·1,918 ·100cpmIS – cpmpr · V · F · 60
9. 4. Abréviations
cpmprtaux de comptage moyen des échantillons pendant la durée totale de mesure
cpmNEtaux de comptage moyen du bruit de fond calculé de la même manière
cpmIStaux de comptage des échantillons avec un étalon interne
dpmISquantité d’étalon interne ajouté (radioactivité étalonnée dpm)
Vvolume des échantillons utilisés en ml
Fteneur en gramme d’alcool pur par ml correspondant à sa concentration
Zcoefficient d’efficacité correspondant à la valeur du REEC
1,918grammes d’alcool/1 g de carbone
10. Fiabilité de la méthode
10. 1. Répétabilité (r)
r = 0,632 cBq/g C; S(r) = ± 0,223 cBq/g C
10. 2. Reproductibilité (R)
R = 0,821 cBq/g C; S(R) = ± 0,290 cBq/g C